Luận án nghiên cứu sử dụng ozone trong sản xuất giống cua biển (scylla paramamosain estampador, 1949)

Đề tài “Nghiên cứu sử dụng ozon trong sản xuất giống cua biển Scylla paramamosain” thực hiện nhằm đánh giá ảnh hưởng của ozon lên chất lượng môi trường nước ương, chất lượng trứng và ấ

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ

2021

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ

CÁN BỘ HƯỚNG DẪN GS.TS VŨ NGỌC ÚT

2021

LỜI CẢM TẠ

Trước hết tôi xin chân thành gửi những tình cảm cao quý nhất đến đấng sinh thành của mình Cha, mẹ và những người thân đã dồn tất cả tình cảm và công sức để chắt chiu nuôi dạy tôi đến ngày hôm nay, đưa tôi đến ngưỡng cửa tương lai của cuộc đời

Để hoàn thành tốt luận án, tôi xin chân thành cảm ơn sâu sắc đến thầy PGS.TS Vũ Ngọc Út đã định hướng, hướng dẫn, giúp đỡ, động viên và đóng góp nhiều ý kiến quý báu trong suốt thời gian thực hiện đề tài và hoàn thành luận án

Xin trân trọng gửi lời cảm ơn đến tất cả quý thầy cô Khoa Thủy Sản - Trường Đại học Cần Thơ đã tận tụy truyền đạt cho tôi rất nhiều kiến thức, kinh nghiệm bổ ích, là hành trang vững chắc giúp tôi có được những phẩm chất và năng lực trở thành con người có ích cho gia đình và xã hội

Xin chân thành cảm ơn Ban Giám Hiệu, Lãnh đạo Quý Phòng, Ban và

Bộ môn Nuôi trồng Thủy sản Trường Cao đẳng Cộng đồng Cà Mau, đã tạo điều kiện cho tôi học tập, nghiên cứu nâng cao trình độ chuyên môn

Xin chân thành cảm ơn đến Ths Nguyễn Thị Tiên Bộ môn Thủy sản Trường Cao đẳng Cộng đồng Cà Mau đã giúp đỡ và tạo nhiều điều kiện cho tôi có thời gian tham gia học tập và hoàn thành luận án này

Xin chân thành cảm ơn đến thầy GS.TS Trần Ngọc Hải, PGS.TS Lê Quốc Việt, PGS.TS Châu Tài Tảo, Ths Hồ Thị Hoàng Oanh luôn sẵn lòng giúp đỡ, chia sẻ kinh nghiệm cho tôi trong suốt thời gian thực hiện luận án

Xin chân thành cảm ơn đến TS Trần Nguyễn Duy Khoa đã luôn hết lòng động viên, chia sẽ kinh nghiệm và giúp đở tôi trong những lúc khó khăn

để hoàn thành tốt việc học tập và nghiên cứu của mình

Xin gửi lời cảm ơn đến các em sinh viên các lớp Cao đẳng Nuôi trồng Thủy sản đã hỗ trợ tôi trong suốt thời gian thực hiện thí nghiệm của luận án này

Cần Thơ, tháng 5/2021

Tác giả

Nguyễn Việt Bắc

TÓM TẮT

Cua biển (Scylla paramamosain) là đối tượng quan trọng trong nuôi

trồng thủy sản Các giải pháp nhằm cải tiến kỹ thuật, nâng cao tỷ lệ sống cua biển trong quá trình sản xuất giống đang được tập trung nghiên cứu Đề tài

“Nghiên cứu sử dụng ozon trong sản xuất giống cua biển (Scylla

paramamosain)” thực hiện nhằm đánh giá ảnh hưởng của ozon lên chất lượng

môi trường nước ương, chất lượng trứng và ấu trùng cua biển làm cơ sở cho việc ứng dụng ozon vào sản xuất giống cua biển

Sáu thí nghiệm được tiến hành trên cua trứng và ấu trùng cua nhằm đánh giá khả năng hòa tan và tồn lưu của ozon trong nước, các chế độ xử lý ozon cho trứng và ấu trùng cua biển (nồng độ, thời gian, tần suất và giai đoạn

ấu trùng), cũng như hiệu quả kinh tế của quy trình sản xuất giống cua biển ứng dụng ozon Ozon được sục trực tiếp vào bể ương với công suất máy 4g/h thông qua hệ thống khí ventuari hoặc đá bọt Kết quả cho thấy, ở điều kiện trại sản xuất giống (độ mặn 30 ‰, pH = 8,0) thời gian ozon hòa tan và bán rã tùy thuộc vào thể tích nước Đối với trứng cua biển, xử lý ozon ở nồng độ 0,1 mg/L trong thời gian 60 giây với tần suất 1 ngày/ lần sẽ giúp kiểm soát tốt mật

độ vi khuẩn, nấm và ký sinh trong nước ương nhưng không ảnh hưởng đến chất lượng và tỷ lệ nở của trứng với, trứng cua nở đạt 57,4% và 4,25 x 103 ấu trùng/g cua mẹ Tuy nhiên, ozon ở nồng độ 0,2 – 0,5 mg/L sẽ gây bào mòn vỏ trứng cua

Trên ấu trùng cua biển, sử dụng nồng độ ozon 0,05 mg/L cho kết quả tốt nhất về chỉ số biến thái và tỷ lệ sống của ấu trùng Theo đó, ấu trùng cua ở các giai đoạn tiếp xúc với ozon 0,05 mg/L trong vòng 1h không có khác biệt

về tỷ lệ sống, nhưng sau 24h thì nồng độ từ 0,1 mg/L gây chết đáng kể so với

0 - 0,05 mg/L Ở tần suất 1 ngày/lần và nồng độ ozon 0,05 mg/L, mật độ vi

khuẩn (khuẩn lạc hay CFU/mL) và vi khuẩn Vibrio tổng (CFU/mL) được kiểm

soát ở mức thấp nhất (tương ứng với 2,2 x 103 CFU/mL và 0,2 x 103

CFU/mL), tỷ lệ nhiễm ký sinh thấp nhất (4,86%) và tỷ lệ dị hình 4,96% Tuy nhiên, chỉ số biến thái qua các giai đoạn (LSI) và tỷ lệ sống của ấu trùng đến cua 1 được ghi nhận cao nhất (10,5%) ở tần suất 2 ngày/lần

Đánh giá sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển S paramamosain được so sánh và đánh giá hiệu quả so với các quy trình đang áp

dụng trong sản xuất hiện nay: quy trình sử dụng hóa chất và kháng sinh Ở mật

độ ương 200 con/L, quy trình ozon (0,05 mg/L, với tần suất 2 ngày/lần) cho thấy chất lượng nước (hàm lượng COD, TAN, NO2) mật độ vi khuẩn tổng,

Vibrio sp và tỷ lệ nhiễm ký sinh trùng trên ấu trùng (lần lượt là 0,86 x 104

CFU/mL, 0,16 x 104 CFU/mL và 6,40%) thấp hơn có ý nghĩa thống kê so với các nghiệm thức còn lại Tương tự, các chỉ số LSI, tăng trưởng của ấu trùng ở nghiệm thức sử dụng ozon cao hơn so với nghiệm thức sử dụng hóa chất Tỷ

lệ sống đến giai đoạn Cua1 (8,81%) và tỷ suất lợi nhuận (1,35) cao nhất ở quy trình sử dụng ozon, sử dụng kháng sinh (7,23% và 0,85), khác biệt có ý nghĩa với nghiệm thức sử dụng hóa chất (2,29% và – 0,4) Bên cạnh đó, chất lượng Cua1 sản xuất bằng quy trình ozon được so sánh tăng trưởng với nguồn cua tự nhiên và nguồn cua được sản xuất nhân tạo ở địa phương (cua sản xuất chủ yếu bằng kháng sinh) Kết quả sau 30 ngày nuôi với thịt tôm, tăng trưởng về khối lượng và tỷ lệ sống của cua giống sản xuất theo quy trình ozon là 0,711 g

và 92,8% khác biệt không có ý nghĩa với nguồn cua giống tự nhiên là 0,773 g

và 92,8%, nhưng khác biệt có ý nghĩa với nguồn cua sản xuất nhân tạo ở địa phương là 0,414 g và 88%

Kết quả nghiên cứu cho thấy, xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần với nồng độ 0,1 mg/L trong 60 giây giúp kiểm soát tốt bệnh nấm, khuẩn và kí sinh

mà không ảnh hưởng đến chất lượng trứng và ấu trùng cua biển Xử lý ozon với tần suất 2 ngày/lần ở nồng độ 0,05 mg/L giúp kiểm soát tốt vi khuẩn và ký sinh trùng gây hại cho ấu trùng, cải thiện biến thái, tăng trưởng và tỷ lệ sống của ấu trùng, nâng cao chất lượng Cua1 Kết quả đề tài có thể ứng dụng trong thực tế sản xuất giống cua biển

Từ khóa: ozon, cua biển, S paramamosain, sản xuất giống

ABSTRACT

The mud crab (Scylla paramamosain) is an important species for

aquaculture Sustained efforts have reportedly focused on improvement of practice technologies and enhancement of survival rate in seed production The present study was carried out to evaluate the effects of ozone disinfection

on water quality parameters, egg viability and larval quality in mud crab seed production

The study consisted six experiments on ovigerous crab and mud crab larvae Investigations on effects of the dissolved capacity and accumulation of ozone in the rearing water; effects of different ozone concentrations, exposure times, frequencies, on eggs and at different larval stages; and the economic efficiency of ozone disinfection application for mud crab seed production Ozone was directly supplied into rearing tanks at 4 g/h through a ventuari pump and air stones The results showed that in normal hatchery condition settings (i.e salinity of 30‰ and pH of 8.0), the dissolved and decay time of ozone depended on the water volume For mud crab eggs, daily ozone disinfection at 0.1 mg/L of concentration for 60s could help control bacterial load density, fungi and parasites in rearing water without compromising the quality and hatching index of eggs In this study, the hatching index was recorded at 57.4% with a fecundity at 4.25 x 103 larvae/g of female crab However, we observed that at higher ozone disinfection rates (0.2-0.5 mg/L) could cause damage to the shell surface of eggs

For the mud crab larvae, ozone concentration at 0.05 mg/L showed the best results in larval metamorphosis (Larval stage index or LSI) and survival

No significant difference in survival of crab larvae was observed when exposed to 0.05 mg/L for 1 hour However, the larval mortality significantly increased after 24h exposure to ozone at 0.1 mg/L as compared to 0 – 0.05 mg/L At daily exposure frequency and 0.05 mg/L ozone concentration, the

total bacteria density (colony-forming unit or CFU/mL) and Vibrio density

(CFU/mL) were managed at low levels (2.2 x 103 CFU/mL and 0.2 x 103

CFU/mL), low parasitic infection (4.86%), and deformation index (4.96%) However, the larval stage index and survival rate of mud crab larvae until Crab 1 stage (10.5%) was the highest at 2 days/time of exposure frequency

A comparison among common practice protocols in mud crab larvae was carried out including: ozone disinfection, use of chemicals and use of antibiotics At 200 larvae/L of stocking density, the protocol applying ozone (0.05 mg/L and exposed every 2 day) demonstrated that the water quality

parameters (COD, TAN and Nitrite), total bacteria count, Vibrio count and

parasitic infection on the larvae (0.86 x 104 CFU/mL, 0.16 x 104 CFU/mL and 6.40%) were statistically lower than other treatments Similarly, the LSI and growth performance of crab larvae in ozone treatment were significantly greater than chemical treatment The highest values in larval survival rate at crab 1 stage (8.81 %) and net profit (1.35) were recorded in ozone treatment, followed by antibiotic treatment (7.23 % and 0.85), were significantly higher than chemical treatment (2.29 % and – 0.4) Besides, the quality of crab seed produced by ozone application protocol was also compared to wild seed and local hatchery crab seed (using antibiotic) After 30 days of rearing with shrimp meat, the growth in weight and survival produced by ozone disinfection protocol were at 0.711 g and 92.8%, not significantly different to wild crab seed (0.773 g and 92.8%), but statistically higher than local hatchery crab seed (0.414 g and 88%)

The results from this study demonstrated that daily ozone disinfection

at 0.1 mg/L for 60 seconds could help to control fungi, bacteria, and parasites without compromising egg and larval quality At 0.05 mg/L exposed every 2 days, management of pathogenic bacterial load and parasites can be achieved with improvements in metamorphosis, growth performance, survival and quality of mud crab Findings from this study could aid in applications of mud crab seed production and improved husbandry practices

Keywords: Ozone, mud crab, Scylla paramamosain, seed production

MỤC LỤC

LỜI CẢM TẠ i

TÓM TẮT ii

ABSTRACT iv

LỜI CAM KẾT vi

MỤC LỤC vii

DANH MỤC BẢNG xiii

DANH MỤC HÌNH xv

DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT xv

Chương 1: GIỚI THIỆU 1

1.1 Đặt vấn đề 1

1.2 Mục tiêu nghiên cứu 2

1.2.1 Mục tiêu tổng quát 2

1.2.2 Mục tiêu cụ thể 2

1.3 Phạm vi nghiên cứu 2

1.4 Ý nghĩa của nghiên cứu 2

1.5 Điểm mới của nghiên cứu 3

1.6 Nội dung nghiên cứu 3

1.7 Thời gian thực hiện 3

Chương 2: LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU 4

2.1 Đặc điểm sinh học cua biển 4

2.1.1 Đặc điểm phân loại 4

2.1.2 Phân bố 5

2.1.3 Môi trường sống và cư trú 5

2.1.4 Vòng đời 5

2.1.5 Đặc điểm sinh sản 7

2.1.5.1 Sự thành thục của cua biển 7

2.1.5.2 Di cư sinh sản 7

2.1.5.3 Tập tính bắt cặp, đẻ trứng và ấp trứng 8

2.1.5.4 Sự phát triển của các giai đoạn ấu trùng 9

2.1.6 Đặc điểm sinh trưởng 10

2.1.6.1 Lột xác và tái sinh 10

2.1.6.2 Các giai đoạn của quá trình lột xác 11

2.1.6.3 Các yếu tố điều khiển quá trình lột xác 12

2.1.6.4 Tuổi thọ và kích thước tối đa của cua 12

2.1.7 Đặc điểm dinh dưỡng 13

2.2 Sản xuất giống cua biển 13

2.2.1 Lựa chọn cua mẹ nuôi vỗ 13

2.2.2 Hệ thống nuôi vỗ 14

2.2.3 Khẩu phần ăn và chế độ cho ăn 14

2.2.4 Sinh sản 15

2.2.5 Ấp nở 16

2.2.6 Ương ấu trùng Zoea 16

2.2.6.1 Lựa chọn ấu trùng 16

2.2.6.2 Nước ương ấu trùng 17

2.2.6.3 Nhiệt độ 17

2.2.6.4 Độ mặn 17

2.2.6.5 Ánh sáng 17

2.2.6.6 Bể ương 18

2.2.6.7 Thay nước và xiphon 18

2.2.6.8 Thức ăn và giàu hóa thức ăn 19

2.2.7 Ương megalop 21

2.3 Một số bệnh trên cua mẹ, trứng và ấu trùng cua biển 23

2.3.1 Bệnh do vi khuẩn 23

2.3.1.1 Vi khuẩn phát sáng 23

2.3.1.2 Vi khuẩn sợi 23

2.3.2 Nấm 23

2.3.3 Ký sinh trùng 24

2.4 Phòng và trị bệnh 24

2.5 Hiện trạng sản xuất giống cua biển ở ĐBSCL 25

2.5.1 Kết cấu trại sản xuất giống cua biển 25

2.5.2 Nuôi vỗ và ấp cua trứng 26

2.5.3 Ương ấu trùng 27

2.5.4 Ương cua giống 28

2.5 Ozon trong nuôi trồng thủy sản 30

2.5.1 Cơ chế tạo ozon và những yếu tố ảnh hưởng đến năng suất ozon 30

2.5.2 Cơ chế oxy hóa ion vô cơ, ammoniac và hydro sulfua của ozon 30

2.5.2.1 Cơ chế phản ứng của nhóm halogen với ozon 31

2.5.2.2 Cơ chế phản ứng của ion Fe2+ và Mn2+ với ozon 33

2.5.3 Cơ chế oxy hóa các hợp chất hữu cơ của ozon 33

2.5.3.1 Aldehyd, Alcohol, Xeton và axit Carbocylic 33

2.5.3.2 Anken 34

2.5.4 Cơ chế diệt mầm bệnh của ozon 34

2.5.5 Ứng dụng của ozon trong nuôi trồng thủy sản 35

2.5.5.1 Cải thiện chất lượng nước 35

2.5.5.2 Khử trùng nguồn nước cho hệ thống nuôi 36

2.5.5.3 Cải thiện tỷ lệ sống và năng suất trong hệ thống nuôi 38

2.5.5.4 Cải thiện tỷ lệ nở 38

2.5.5.5 Loại bỏ tảo độc và độc tố của nó 39

2.5.5.6 Cải thiện chất lượng thức ăn tươi sống 40

2.5.6 Những hạn chế của ozon 40

2.5.7 Độc tính của ozon 41

2.5.7.1 Dư lượng oxy hóa và hệ thống RAS 42

2.5.7.2 Sản phẩm ozon hóa 43

2.5.7.3 Liều lượng ozon và thời gian tiếp xúc 43

2.5.7.4 Bromat và thủy sinh vật 44

2.5.7.5 Ảnh hưởng của ozon và bromat đến sức khỏe con người 46

2.5.8 Loại bỏ dư lượng chất khử trùng (DBP) 46

Chương 3: VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 48

3.1 Phương pháp tiếp cận 48

3.2 Thời gian và địa điểm nghiên cứu 48

3.3 Vật liệu nghiên cứu 48

3.4 Hóa chất 49

3.5 Nguồn nước dùng trong thí nghiệm 49

3.6 Thiết kế hệ thống lọc sinh học nuôi vỗ cua mẹ 49

3.7 Nguồn cua mẹ và tiêu chí lựa chọn cua mẹ nuôi vỗ 49

3.8 Nguồn ấu trùng 50

3.9 Chuẩn bị thức ăn ương ấu trùng 50

3.9.1 Gây nuôi tảo Chlorella và tảo Nannochloropis 50

3.9.2 Gây nuôi luân trùng 50

3.9.3 Phương pháp làm giàu luân trùng 50

3.9.4 Ấp artemia bung dù 50

3.9.5 Cho nở ấu trùng artemia 51

3.9.6.Phương pháp giàu hóa artemia 51

3.10 Chế độ cho ăn 51

3.11 Sơ đồ nghiên cứu 51

3.12 Phương pháp bố trí thí nghiệm 52

3.12.1 Khảo sát khả năng hòa tan và duy trì hàm lượng ozon ở các thể tích nước khác nhau 52

3.12.1.1 Khảo sát khả năng hòa tan ozon ở các thể tích nước khác nhau 52

3.12.1.2 Khảo sát khả năng duy trì ozon ở các thể tích nước khác nhau 52

3.12.2 Xác định ảnh hưởng của ozon lên trứng cua biển Scylla paramamosain 53 3.12.3 Ảnh hưởng của ozon lên các giai đoạn ấu trùng cua biển 54

3.12.4 Đánh giá quy trình sử dụng ozon và xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển 56

3.13 Phương pháp phân tích và xử lý số liệu 57

3.13.1 Phương pháp phân tích các yếu tố môi trường 57

3.13.2 Phân tích mô học 57

3.13.3 Tỷ lệ sống của trứng 58

3.13.4 Xác định mật độ vi khuẩn 59

3.13.5 Hiệu quả diệt vi khuẩn 59

3.13.6 Xác định mật độ ký sinh trùng và nấm 59

3.13.7 Sức sinh sản tương đối 59

3.13.8 Tỷ lệ trứng thụ tinh 59

3.13.9 Tỷ lệ trứng thải 60

3.13.10 Tỷ lệ dị hình 60

3.13.11 Tỷ lệ nở 60

3.13.12 Chỉ số biến thái (Larval Stage Index = LSI) 60

3.13.13 Sinh trưởng 61

3.13.14 Tốc độ tăng trưởng đặc biệt 61

3.13.15 Tỷ lệ sống của ấu trùng 61

3.13.16 Chất lượng ấu trùng 61

3.14 Phương pháp xử lý số liệu 62

Chương 4: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 63

4.1 Khảo sát khả năng hòa tan và duy trì hàm lượng ozon ở các thể tích nước khác nhau 63

4.1.1 Thể tích 2 lít 63

4.1.1.1 Khả năng hòa tan 63

4.1.1.2 Khả năng duy trì 63

4.1.2 Thể tích 60 lít 64

4.1.2.1 Khả năng hòa tan 64

4.1.2.2 Khả năng duy trì 64

4.1.3 Thể tích 1000 lít 64

4.1.3.1 Khả năng hòa tan 64

4.1.3.2 Khả năng duy trì 65

4.2 Ảnh hưởng của ozon lên trứng cua biển Scylla paramamosain 66

4.2.1 Ảnh hưởng của nồng độ ozon và thời gian xử lý lên sự phát triển của phôi 66

4.2.1.1 Độ dày vỏ trứng 66

4.2.1.2 Tỷ lệ sống của trứng 68

4.2.2 Ảnh hưởng chu kỳ xử lý ozon đến chất lượng trứng cua biển S paramamosain 69

4.2.2.1 Biến động các yếu tố môi trường 69

4.2.2.2 Các chỉ tiêu sinh sản 70

4.2.2.3 Tỷ lệ nhiễm nấm và ký sinh trùng trên trứng 71

4.2.2.4 Mật độ vi khuẩn trên trứng cua biển 72

4.2.2.5 Chất lượng ấu trùng 74

4.3 Ảnh hưởng của ozon lên giai đoạn ấu trùng cua biển 75

4.3.1 Nồng độ ozon thích hợp cho từng giai đoạn ấu trùng cua biển 75

4.3.1.1 Giai đoạn Zoea1 75

4.3.1.2 Giai đoạn Zoea2 75

4.3.1.3 Giai đoạn Zoea3 76

4.3.1.4 Giai đoạn Zoea4 76

4.3.1.5 Giai đoạn Zoea5 77

4.3.1.6 Giai đoạn megalop 78

4.3.1.7 Giai đoạn Cua1 78

4.3.2 Ảnh hưởng của tần suất sử dụng ozon đến tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển 79

4.3.2.1 Các yếu tố môi trường 79

4.3.2.2 Biến động mật độ vi khuẩn tổng và Vibrio sp trong nước ương ấu trùng 81

4.3.2.3 Tỷ lệ nhiễm Protozoa trên ấu trùng 83

4.3.2.4 Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng 84

4.3.2.5 Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển 85

4.3.2.6 Tăng trưởng của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn 86

4.3.2.7 Tỷ lệ sống ấu trùng cua biển 87

4.4 Đánh giá quy trình sử dụng ozon và xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển 88

4.4.1 Đánh giá quy trình sử dụng ozon 88

4.4.1.1 Các yếu tố môi trường 88

4.4.1.2 Biến động mật độ vi khuẩn tổng và vi khuẩn Vibrio spp 90

4.4.1.3 Tỷ lệ nhiễm protozoa 91

4.4.1.4 Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng 92

4.4.1.5 Chất lượng ấu trùng 94

4.4.1.6 Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển 94

4.4.1.7 Tăng trưởng của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn 96

4.4.1.8 Tỷ lệ sống 97

4.4.2 Đánh giá chất lượng cua giống 98

4.4.2.1 Biến động các yếu tố môi trường 98

4.4.2.2 Chiều rộng mai cua 99

4.4.2.3 Tăng trưởng khối lượng cua giống 100

4.4.2.4 Thời gian lột xác 101

4.4.2.5 Tỷ lệ sống 102

4.4.3 Xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển 103

4.4.3.1 Xử lý nước ương 103

4.4.3.2 Xử lý trứng và ương ấu trùng 105

4.4.3.3 Một số lưu ý khi ứng dụng ozon trong sản xuất giống cua biển 107

Chương 5: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT 109

5.1 Kết luận 109

5.2 Đề xuất 109

TÀI LIỆU THAM KHẢO 110

PHỤ LỤC 144

DANH MỤC BẢNG

Bảng 2.1: Các giai đoạn của ấu trùng cua biển (Scylla sp.) 9

Bảng 2.2: Kết cấu của trại sản xuất giống cua biển ở ĐBSCL 26

Bảng 2.3: Các đặc điểm kỹ thuật nuôi vỗ cua mẹ ở ĐBSCL 26

Bảng 2.4: Đặc điểm kỹ thuật ương ấu trùng Zoea1 đến Cua1 ở ĐBSCL 28

Bảng 2.5: Một số yếu tố kỹ thuật trong ương cua giống của ĐBSCL 29

Bảng 3.1: Chế độ cho ăn áp dụng cho ấu trùng cua biển 51

Bảng 3.2: Phương pháp phân tích các yếu tố môi trường 57

Bảng 4.1: Ảnh hưởng của nồng độ ozon và thời gian tiếp xúc đến độ dày vỏ trứng cua biển 67

Bảng 4.2: Ảnh hưởng nồng độ ozon và thời gian tiếp xúc đến tỷ lệ sống (%) của trứng ấu trùng cua biển 68

Bảng 4.3: Biến động một số các yếu tố môi trường trong hệ thống sau 11 ngày thí nghiệm 69

Bảng 4.4: Các chỉ tiêu sinh sản của cua mẹ 70

Bảng 4.5: Tỷ lệ nhiễm nấm và ký sinh trùng trên trứng cua biển 72

Bảng 4.6: Mật độ vi khuẩn tổng và vi khuẩn Vibrio sp trên trứng cua biển 73

Bảng 4.7: Chất lượng ấu trùng sau khi nở 74

Bảng 4.8: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea1 ở các nồng độ ozon khác nhau 75

Bảng 4.9: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea2 ở các nồng độ ozon khác nhau 76

Bảng 4.10: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea3 ở các nồng độ ozon khác nhau 76

Bảng 4.11: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea4 ở các nồng độ ozon khác nhau 77

Bảng 4.12: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea5 ở các nồng độ ozon khác nhau 77

Bảng 4.13: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Megalop ở các nồng độ ozon khác nhau 78

Bảng 4.14: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Cua1 ở các nồng độ ozon khác nhau 78

Bảng 4.15: Biến động môi trường nước ương của thí nghiệm 80

Bảng 4.16: Biến động mật độ vi khuẩn trong nước trước và sau khi xử lý ozon 81 Bảng 4.17: Tỷ lệ nhiễm protozoa trên ấu trùng cua 83

Bảng 4.18: Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau 84

Bảng 4.19: Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau 86

Bảng 4.20: Chiều dài (mm) các giai đoạn ấu trùng cua biển khi xử lý ozon với

các tần suất khác nhau 87

Bảng 4.21: Tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau 87

Bảng 4.22: Biến động môi trường nước bể ương trong thí nghiệm ương ấu trùng với các quy trình ương khác nhau 88

Bảng 4.23: Mật độ vi khuẩn trong môi trường nước bể ương khi ương với các quy trình khác nhau 90

Bảng 4.24: Tỷ lệ nhiễm bệnh protozoa trên ấu trùng cua biển khi được ương ấu trùng với các quy trình khác nhau 91

Bảng 4.25: Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng cua biển khi ương với các quy trình khác nhau 93

Bảng 4.26: Chất lượng ấu trùng sau khi gây sốc bằng formol và độ mặn 94

Bảng 4.27: Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển khi ương với các quy trình khác nhau 95

Bảng 4.28: Chiều dài (mm) các giai đoạn ấu trùng cua biển khi được ương với các quy trình khác nhau 96

Bảng 4.29: Tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn 97

Bảng 4.30: Biến động các yếu tố môi trường trong bể nuôi cua giống 98

Bảng 4.31: Tăng trưởng chiều rộng mai (CW) cua biển 99

Bảng 4.32: Tăng trưởng khối lượng cua giống 101

Bảng 4.33: Thời gian lột xác của cua nuôi qua các lần lột xác 102

Bảng 4.34: Quy trình xử lý ozon trong thực tế sản xuất 107

DANH MỤC HÌNH

Hình 2.1: Hình dạng phân loại cua biển 4

Hình 2.2: Vòng đời cua biển Scylla sp 6

Hình 3.1: Sơ đồ bố trí thí nghiệm của đề tài 52

Hình 4.1: Biến động hàm lượng ozon trong nước với thể tích 2 L 63

Hình 4.2: Khả năng duy trì ozon ở thể tích 2 L 63

Hình 4.3: Biến động hàm lượng ozon trong nước với thể tích 60 L 64

Hình 4.4: Khả năng duy trì ozon ở thể tích 60 L 64

Hình 4.5: Biến động hàm lượng ozon trong nước với thể tích 100 L 65

Hình 4.6: Khả năng duy trì ozon ở thể tích 1000 L 65

Hình 4.7: Cấu trúc mô trứng cua sau khi tiếp xúc với ozon ở các nồng độ khác nhau 67

Hình 4.8: Zoothamnium sp ký sinh trên ấu trùng cua 84

Hình 4.9: Tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều rộng mai 100

Hình 4.10: Tốc độ tăng trưởng tương đối về trọng lượng 101

Hình 4.11: Tỷ lệ sống cua nuôi 102

Hình 4.12: Quy trình xử lý nước cho trại sản xuất cua biển 103

Hình 4.13: Máy trộn khí theo hình thức ventuary 104

Hình 4.14: Ventuari trộn ozon trên đường ống 105

Hình 4.15: Sơ đồ xử lý nước trên đường ống cấp nước 105

Hình 4.16: Lắp máy ozon cho trại sản xuất giống cua biển 106

DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT BOD Nhu cầu oxy hóa sinh học

BOD5 Nhu cầu oxy hóa

CT Nồng độ ozon x Thời gian tiếp xúc

DOC Carbon hữu cơ hòa tan

ĐBSCL Đồng bằng Sông Cữu Long

LSI Chỉ số biến thái

SGR Tốc độ tăng trưởng đặc biệt

TSS Tổng chất rắn lơ lững

TOC Tổng lượng carbon hữu cơ

VSS Tổng chất rắn lơ lững dễ bay hơi

Chương 1 GIỚI THIỆU 1.1 Đặt vấn đề

Cua biển (Scylla paramamosain) là một trong những đối tượng nuôi

quan trọng ở khu vực Tây Thái Bình Dương (Keenan, 1999) Với đặc điểm tăng trọng nhanh, kích cỡ lớn, giàu dinh dưỡng (Overton and Macintosh,

1997, Parado-Estepa and Quinitio, 1999), nên chúng được tiêu thụ mạnh ở

nhiều nước trên thế giới (Le Vay, 2001; Walton et al., 2006a) Do đó diện tích

nuôi biển ngày càng được mở rộng và hình thức nuôi ngày càng đa dạng

(Hungria et al., 2017), đã đem lại một nguồn thu nhập tốt cho cư dân, sống ở

vùng ven biển thuộc các nước Đông Nam Á (Overtonand and Macintosh,

1997; Le Vay, 2001; Walton et al., 2006a)

Nhằm đáp ứng cua giống cho nhu cầu nuôi thương phẩm, giảm phụ thuộc vào nguồn giống tự nhiên Các giải pháp cải tiến kỹ thuật để xây dựng

quy trình sản xuất giống đã được áp dụng (De Pedro et al., 2007; Nghia et al.,

2007a) Tuy nhiên, tỷ lệ sống của ấu trùng ở các trại giống còn thấp dưới 15%,

do nhiễm vi khuẩn, nấm (Lavilla and Peña, 2004) và nguyên sinh động vật (Cholik, 1999; Dat, 1999), tập tính ăn nhau ở tất cả các giai đoạn (Quinitio, 2004), thiếu hiểu biết về nhu cầu dinh dưỡng của ấu trùng (Quinitio, 2004) Một số báo cáo cho thấy, trứng bị hư trong quá trình ấp hoặc ấu trùng cua biển

chết rất nhiều khi bị nhiễm các loại nấm Lagenidium (Cholik, 1999), Sirolpidium (Nakamura et al., 1995), Hematonidium sp (Hudson and Shields, 1994), Halipthoros sp (Leaño, 2001), các loài nguyên sinh động vật như: Epistylic sp., Acineta sp., Lagenophrys sp (Hudson and Lester, 1994) và Zoothamnium sp (Dat, 1999; Cholik, 1999) Bên cạnh đó, vi khuẩn Vibrio harveryi cũng làm cho ấu trùng Zoea chết rất nhanh (Lightner, 1993; Parenrenri et al., 1993)

Để hạn chế thiệt hại do bệnh gây ra trong quá trình ương, các trại giống

đã dùng mycostatic và mycocidal (Liopo and Sanvictores, 1986), trifluralin

(De Pedro et al., 2007), formalin (Lightner, 1993; De Pedro et al., 2007) và

Oxytetracylin (Azam, 2013) để phòng nấm, nguyên sinh động vật và vi khuẩn Tuy nhiên, việc sử dụng các loại hóa chất này cho hiệu quả trước mắt nhưng

về lâu dài thì nó sẽ hình thành các chủng vi khuẩn kháng thuốc (Thạch Thanh

và ctv., 1999) Hơn nữa, việc sử dụng kháng sinh và các hóa chất bị cấm sẽ để

lại tồn lưu trong môi trường, trong cơ thể động vật thủy sản Nó ảnh hưởng

đến sức khỏe con người và vật nuôi (De Pedro et al., 2007)

Là một tác nhân oxy hóa mạnh, Ozon có hiệu quả sát trùng cao đối với các sinh vật gây bệnh như vi khuẩn, virut, nấm và nguyên sinh động vật

(Liltved et al., 2006; Schneider et al., 1990), phân hủy nhanh và ít để lại tồn

lưu cho môi trường (Summerfelt and Hochheimer, 1997; Von Gunten, 2003;

Tạ Văn Phương, 2006) Ozon được xem là giải pháp khắc phục những vấn đề trên Tuy vậy, hiện nay ozon chỉ là giải pháp lựa chọn trong xử lý nước, trong

ương ấu trùng tôm (Thạch Thanh và ctv., 1999; Trần Thị Kiều Trang và ctv.,

2006; Nguyễn Lê Hoàng Yến, 2008), trong hệ thống tuần hoàn (Summerfelt

and Hochheimer, 1997; Summerfelt et al., 1997; Christensen et al., 2000; Krumins et al 2001; Tango and Gagnon, 2003; Summerfelt, 2003), xử lý mầm bệnh trên trứng cá (Schneider et al., 1990; Liltved et al., 2006; Sharrer and Summerfelt, 2007; Summerfelt et al., 2009), nhưng chưa có một công trình

nghiên cứu nào công bố về việc sử dụng ozon trong ương ấu trùng cua biển

Do đó, việc “Nghiên cứu sử dụng ozon trong sản xuất giống cua biển S

paramamosain Estampador, 1949” là rất cần thiết, nhằm hạn chế, thay thế sử

dụng thuốc kháng sinh hoặc hóa chất bị cấm trong quá trình sản xuất giống cua biển

1.2 Mục tiêu của nghiên cứu

1.2.1 Mục tiêu tổng quát

Nhằm xây dựng được quy trình ứng dụng ozon trong sản xuất giống cua biển để cải thiện môi trường nước ương và hạn chế mầm bệnh trong quá trình ương, nâng cao hiệu quả trong sản xuất giống cua biển Đề tài cũng là tiền đề cho các nghiên cứu ứng dụng của ozon lên các đối tượng giáp xác khác

1.2.2 Mục tiêu cụ thể

Luận án giải quyết các mục tiêu sau: (i) Đánh giá được ảnh hưởng của nồng độ ozon lên trứng cua biển và tìm ra được nồng độ ozon thích hợp cho giai đoạn trứng cua biển; (ii) Đánh giá được tác động của ozon đến từng giai đoạn của ấu trùng cua biển, qua đó tìm ra được nồng độ ozon thích hợp cho tất

cả các giai đoạn của ấu trùng cua biển; (iii) So sánh và đánh giá được tính khả thi của quy trình sử dụng ozon so với các quy trình sản xuất giống cua biển hiện nay

1.3 Phạm vi nghiên cứu

Nghiên cứu tập trung vào đánh giá các tác động của ozon đến các giai đoạn của ương cua biển (giai đoạn trứng, giai đoạn ấu trùng) Đồng thời xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển

1.4 Ý nghĩa của nghiên cứu

Phát triển được quy trình ương cua giống thân thiện với môi trường, hạn chế sử dụng kháng sinh gây tác hại đến môi trường và sức khỏe người tiêu

dùng; góp phần làm đa dạng quy trình ương cua biển; nâng cao hiệu quả ương cua giống

1.5 Điểm mới của luận án

Lần đầu tiên xác định được nồng ozon thích hợp cho giai đoạn trứng và các giai đoạn ấu trùng cua biển Bên cạnh đó nghiên cứu cũng xác định được tần suất xử lý ozon cho chất lượng trứng, tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển tốt nhất

Hoàn chỉnh qui trình sử dụng ozon trong sản xuất giống cua biển

1.6 Nội dung nghiên cứu

 Khảo sát khả năng hòa tan và duy trì hàm lượng ozon ở các thể tích

nước khác nhau

 Ảnh hưởng của ozon lên giai đoạn trứng cua biển S paramamosain

 Ảnh hưởng của ozon lên các giai đoạn ấu trùng cua biển S paramamosain

 Đánh giá quy trình sử dụng ozon và xây dựng quy trình sử dụng ozon

trong thực tế sản xuất giống cua biển S paramamosain

1.7 Thời gian thực hiện

Đề tài được thực hiện từ tháng 01/2016 đến tháng 06/2021

Chương 2 LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU 2.1 Đặc điểm sinh học của cua biển

2.1.1 Đặc điểm phân loại

Cua biển Scylla có hình dạng bên ngoài khá giống nhau giữa các loài

Trong những thập kỷ trước, phân loại cua biển chủ yếu dựa vào các đặc điểm

màu sắc, hình thái phân loại Nên các loài trong giống Scylla thường bị nhầm lẫn về hình thái phân loại (Keenan et al., 1998) Do đó, người ta cho rằng giống Scylla chỉ có một loài S serrata (Stephen and Campbell, 1960 trích dẫn

bởi Unniyampurath and Rajain, 2010) Tuy nhiên, bằng phương pháp phân loại hình thái và di truyền, từ các mẫu thu thập được ở Hong Kong, Đồng Bằng Sông Cửu Long (Việt Nam), vùng Semarang và Central Java

(Indonesia) Keenan and et al (1998), đã chỉ ra bốn loài cua S serrata (Forskl, 1755), S tranquebarica (Fabricius, 1798), S olivacea (Herbst, 1796) và S parmamosain (Estampador, 1949) trong đó Việt Nam chỉ co 2 loài là S paramamosain và S olivacea Loài S paramamosain chiếm ưu thế và có hệ

thống phân loại như sau:

2.1.2 Phân bố

Cua biển Scylla sp là loài phân bố rộng, sống chủ yếu ở vùng triều,

vùng cửa sông Đặc biệt là vùng rừng ngập mặn từ Thái Bình Dương đến Ấn

Độ Dương (Keenan et al., 1998) Loài S serrata phân bố chủ yếu ở vùng Tây Ấn Độ Dương, Nhật Bản và ở Nam Thái Bình Dương Loài S tranquebarica

và S olivacea phân bố chủ yếu ở Biển Đông, Ấn Độ Dương và một phần Tây Thái Bình Dương Trong khi đó, loài S paramamosain chỉ phân bố ở Biển Đông và xung quanh đảo Java Ở Việt Nam có hai loài cua phân bố, loài S olivacea (cua lửa) và S paramamosain (cua xanh) (Keenan et al., 1998) Trong đó, loài S paramamosain chiếm chủ yếu khoảng 95% trong quần thể (Ut et al., 1998 trích dẫn bởi Phạm Thị Tuyết Ngân và ctv., 2005; Shelley and

Lovatelli, 2011) Chúng phân bố chủ yếu ở vùng triều khu vực Đồng Bằng Sông Cửu Long (ĐBSCL) và Đồng Bằng Sông Hồng Đặc biệt ở các tỉnh ven biển như: Quảng Ninh, Hải Phòng, Thanh Hóa, Thừa Thiên Huế, Bà Rịa Vũng Tàu, Hồ Chí Minh, Bến Tre, Trà Vinh, Kiên Giang, Sóc Trăng, Bạc Liêu, Cà Mau (Dat, 1999a)

2.1.3 Môi trường sống và cư trú

Cua biển Scylla thường sống ở vùng cửa sông, bãi bồi và trong rừng

ngập mặn (Hill, 1974; Robertson, 1989; Le Vay, 2001) Ở giai đoạn giống, chúng sống chủ yếu ở bãi bồi, nhưng khi trưởng thành chúng di chuyển và

sống trong vùng cửa sông (Le Vay, 2001) Keenan et al (1998) đã chỉ ra vùng phân bố của 4 loài cua biển Loài S serrata phân bố ở các vùng biển và các cánh rừng có độ mặn 34 ‰ Trong khi đó, những loài còn lại thường sống ở những nơi có độ mặn dưới 33 ‰ và có thể di chuyển vào trong vùng cửa sông,

nơi có độ mặn biến động lớn theo mùa

Các nghiên cứu khác cho thấy cua biển ít di chuyển, khi thủy triều rút

cua trú mình trong bên trong rừng ngập mặn (Moser et al., 2002; Walton et al.,

2006a) nhưng khi thủy triều lên cua sẽ rời nơi trú ẩn đi tìm kiếm thức ăn, chúng đi kiếm ăn trên bãi bùn vào chiều tối hoặc sáng sớm (Dat, 1999a;

Barnes et al., 2002; Le Vay et al., 2001b)

2.1.4 Vòng đời

Cua biển có vòng đời phức tạp, được chia làm bốn giai đoạn: giai đoạn

ấu trùng, giai đoạn cua giống (chiều rộng mai dưới 80 mm), giai đoạn tiền trưởng thành (chiều rộng mai 80 mm – 150 mm) và giai đoạn trưởng thành (chiều rộng mai trên 150 mm) (Heasman and Fielder, 1983)

Cua cái trưởng thành giao vĩ trong vùng cửa sông, ngay khi con cái lột xác Sau đó, cua cái di chuyển ra biển đẻ trứng (Hill, 1975) Trứng đẻ ra được cua cái mang và ấp dưới yếm cho đến khi nở (Brick, 1974; Hill, 1978) Ấu

trùng Zoea mới nở sống trôi nổi và phát triển ngoài biển khơi, hầu như không

có thông tin về sự phát triển của các giai đoạn ấu trùng trong đại dương Trải qua nhiều ngày phát triển, khi đến vùng cửa sông thì ấu trùng đã phát triển đến giai đoạn Megalop (Keenan, 1999) và sống bám vào các sinh vật đáy như: tảo đáy, rong và các rễ cây rừng ngập mặn (Brick, 1974; Hill, 1975; Hill, 1979) Cua giống sẽ di chuyển từ vùng dưới triều lên vùng trung hoặc cao triều (Le Vay, 2001) và trải qua 15 – 17 lần lột xác để đạt kích cỡ cua trưởng thành (Robertson and Kruger, 1994)

Vòng đời của cua S paramamosain ở ĐBSCL được mô tả qua một số

nghiên cứu thực tế tại vùng cửa sông Trần Đề, tỉnh Sóc Trăng (Le Vay, 2001;

Walton et al., 2006a) Cua chuyển từ giai đoạn sống trôi nổi sang sống ở vùng

rìa rừng ngập mặn ở giai đoạn cua con (CW = 0,5 cm) Cua lớn hơn (CW = 1,5 cm) phân bố ở vùng sâu hơn trong rừng ngập mặn nhưng vẫn sống tằng mặt Khi cua đạt kích cở CW = 4,5 cm, chúng đào hang hoặc sống ở vùng hạ triều, di cư theo con nước triều vào rừng ngập mặn tìm mồi Cua trưởng thành

có CW = 12,5 cm, được đánh bắt ở biển, trong đó cua cái chiếm tỷ lệ 60% và

có khoảng 63% cua thành thục Thời điểm xuất hiện cua con nhiều nhất từ tháng 12 đến tháng 3 hàng năm

Cua là một loài rất năng động, chúng hoạt động trung bình 13 giờ/ngày

và gần như suốt đêm Quãng đường trung bình mà cua di chuyển một đêm là

460 m, dao động từ 219 đến 910 m Sự phân bố của cua trong tự nhiên có liên quan đến dòng chảy, trong đó vận tốc nước thích hợp cho sự phân bố của

chúng là 0,06 đến 1,6 m/giây (Hyland et al., 1984)

Hình 2.2: Vòng đời cua biển Scylla sp

2.1.5 Đặc điểm sinh sản

2.1.5.1 Sự thành thục của cua biển

Điểm đặc trứng trong thành thục của cua biển so với các loài giáp xác khác là chúng hoàn thành các quá trình sinh lý và sinh trưởng trước khi thành thục Trong tự nhiên, cua biển thành thục ở độ tuổi 1 – 1,5 năm, với chiều rộng mai (CW) thấp nhất là 83 – 144 mm Robertson and Kruger (1994) đã

báo cáo rằng, Loài S serrata ở Nam Phi có 50% con cái thành thục khi CW

trung bình 123 mm; 50% con đực sinh tinh ở kích cở CW là 92 mm, nhưng

con đực bắt cặp sinh sản có CW lớn hơn 115 mm Cua S serrata ở Úc thường

phát triển càng to và giai giao vĩ ở kích cở CW 140 – 160 mm (Shelley and

Lovatelli, 2011) Ghi nhận ở loài cua lửa S olivacea phân bố ở Thái Lan cho thấy con cái thành thục lần đầu có CW trung bình 9,4 cm (Koolkalya et al., 2006) Ở ĐBSCL, cua cái S paramamosain thành thục ở CW 10,2 cm (Walton et al., 2006b) Một nghiên cứu khác, Prasad and Neelakantan (1989)

nhận thấy cua S serrata tham gia sinh sản chỉ khi CW đạt từ 120 – 180 mm,

và không như con đực, cua cái không bao giờ đạt đến 100% độ thành thục ở bất kỳ kích cỡ nào Khi cua cái thành thục, chỉ số thành thục con cái (FMI – Female Mature Index) dao động trong khoảng 0,88 – 1 (Poovachiranon, 1992)

Ở cua đực S paramamosain, sự thay đổi đột ngột tỷ lệ chiều cao của càng và chiều rộng carapace (CW) là dấu hiệu thành thục của cua Đối với cua cái S paramamosain, hệ số thành thục (GSI) tăng từ 0,04% ở giai đoạn 1 lên 9,8% ở

giai đoạn sẵn sàng đẻ trứng, kích cỡ noãn bào tăng từ 15 µm ở giai đoạn 1 lên

190,5 µm khi sẳn sàng đẻ trứng (Phạm Thị Tuyết Ngân và ctv., 2006)

được ghi nhận ở Malaysia (Ong, 1966), Viet Nam (Le Vay et al., 2001; Walton et al., 2006b), cua cái di cư ra biển để đẻ trứng Theo Hill (1975) sự di

cư sinh sản của cua thường theo chu kỳ âm lịch và sự thay đổi của độ mặn Cua di cư ra biển chủ yếu tìm môi trường thuận lợi cho quá trình sinh sản, ấp trứng và cho sự phát triển của ấu trùng Zoea như nhiệt độ, ánh sáng, độ mặn

và nguồn thức ăn cho ấu trùng (Hill, 1975; 1994) Sau khi sinh sản, cua cái quay lại vùng ven biển Ở đây, chúng có thể thành thục và tiếp tục di cư ra

biển 1 lần nữa mà không cần giao phối (Heasman et al., 1985) nhưng số lượng

và chất lượng trứng sẽ giảm (Marichamy and Rajapackiam, 2001; Dat, 1999a) Đoạn đường di cư sinh sản của cua cái có thể từ 4 – 6 km, có khi dài đến 65

km (Hyland et al., 1984) Qua một đêm, cua cái có thể di chuyển được 600 m

Những con cua già với CW ≥ 190 mm, hoạt động sinh sản của chúng cũng giảm đi

Ở ĐBSCL, cua cái thành thục quanh năm và cua cái thành thục thường được tìm thấy ở vùng hạ triều, mùa di cư sinh sản tập trung từ tháng 6 đến

tháng 9 (Le Vay et al., 2001; Walton et al., 2006a) Cụ thể tại vùng Rạch Chèo

(Phú Tân – Cà Mau), cua con xuất hiện quanh năm Dựa trên sự thay đổi kích

cỡ cua trong tự nhiên qua các tháng trong năm có thể dự đoán có 3 thời điểm cua sinh sản tập trung, đó là tháng 5 – 9, tháng 9 – 10 và tháng 10 – 3 Cua con xuất hiện tại vùng này có kích cỡ nhỏ nhất CW là 0,6 cm, tương đương với một tháng tuổi Như vậy, nơi đẻ của cua cái có thể xa vùng Rạch Chèo (Trần

Ngọc Hải và ctv., 2002)

2.1.5.3 Tập tính bắt cặp, đẻ trứng và ấp trứng

Cua biển Scylla hầu như sinh sản quanh năm (Heasman, 1980, Quinn

and Kojis, 1987) với các đỉnh sinh sản theo mùa hoặc ở những nơi khác nhau thì thời gian xuất hiện đỉnh sinh sản cũng khác nhau Những quần thể ở vùng nhiệt đới, đỉnh sinh sản liên quan đến lượng mưa khi thủy triều cao (Heasman

et al 1985) Trong khi đó, ở vùng cận nhiệt đới, đỉnh sinh sản liên quan đến

nhiệt độ nước Cua sinh sản nhiều nhất vào mùa hè khi nhiệt độ nước cao nhất

Ví dụ: Ở Ấn Độ mùa sinh sản là tháng 4 – 6 và tháng 9 – 2 (Marichamy et al.,

1991); ở Sri Lanka từ tháng 4 – 5 và tháng 8 – 9 (Jayamanne and Jinadasa, 1991); ở Thái Lan tháng 10 – 2 (Poovachiranon, 1991) và ở Việt Nam từ tháng

Cua cái sau khi đẻ có thể thành thục và đẻ lại 2 – 3 lần mà không cần giao vĩ, nhưng số trứng của các lần sinh sản thứ hai, ba bị giảm (Ong, 1966;

Hai, 1997; Trần Ngọc Hải và ctv., 2002) Qua giao vĩ, túi tinh của con đực sẽ

được chuyển vào và giữ lại ở túi chứa tinh của con cái và nó có thể thụ tinh

cho hai lần đẻ trở lên trước khi con cái lột xác lại Sauk hi đẻ, trứng được chuyển xuống bụng (yếm) của con cái và ấp ở đó Trong quá trình phát triển phôi, trứng thụ tinh sẽ chuyển màu từ màu cam sang màu xám đến đen nâu, thể hiện noãn hoàng được sử dụng dần và điểm mắt của phôi xuất hiện với màu đen (Ong, 1966; Hai, 1997)

Sức sinh sản của cua biển khác nhau tùy loài và kích cỡ Ở loài S serrata, con cái trứng có kích cỡ CW 90 – 140 mm có sức sinh sản thường dao

động từ 52.025 đến 2.022.500 trứng (Prasad and Neelakantan, 1989) hay có

thể lên đến 6.000.000 trứng (Shelley and Lovatelli, 2011) Ở cua sen (S paramamosain) của ĐBSCL, cua cái mang trứng từ 300.000 đến 3.000.000

trứng (Lâm Tâm Nguyên, 2010)

2.1.5.4 Sự phát triển của các giai đoạn ấu trùng

Qua mỗi giai đoạn lột xác và phát triển, ấu trùng cua có sự thay đổi cơ bản về hình thành cuống mắt, số lông tơ của chân hàm, các gai, số đốt bụng…

Các giai đoạn ấu trùng cua biển (Scylla sp.) có thể được phân biệt theo mô tả

chi tiết ở Bảng 2.1

Các loài cua biển Scylla sp đều trải qua các giai đoạn phát triển ấu

trùng giống nhau, nhưng chúng khác nhau về kích thước trứng, thời gian nở và

kích thước ấu trùng Ates et al (2012), đã tiến hành so sánh giữa 3 loài cua S olivacea, S serrata, S paramamosain, kết quả cho thấy loài S serrata có kích

cỡ trứng lớn hơn, thời gian ấp trứng dài hơn và ấu trùng Zoea lớn hơn so với

hai loài còn lại, kết quả cũng cho thấy loài S olivacea có thời gian ấp trứng

ngắn nhất

Bảng 2.1: Các giai đoạn của ấu trùng cua biển (Scylla sp.) (Trần Ngọc Hải và

Nguyễn Thanh Phương, 2004)

Đặc điểm phân biệt quan trọng

Zoea1 0 – 3 1,65 Mắt chưa có cuống Chân hàm I và II đều

mang 4 lông lơ trên nhánh ngoài Có 5 đốt bụng

Zoea2 3 – 6 2,18 Mắt có cuống Nhánh ngoài của chân hàm I và

II mang 6 lông tơ Có 5 đốt bụng

Zoea3 6 – 8 2,70 Nhánh ngoài của chân hàm I mang 8 lông tơ,

chân hàm II mang 9 lông tơ Có 6 đốt bụng Gai bên của đốt bụng 3-5 dài hơn

Zoea4 8 – 11 3,54 Nhánh ngoài của chân hàm I mang 10 lông tơ,

của chân hàm II mang 10 lông dài, 1-2 lông

ngắn Mầm chân bụng xuất hiện trên các đốt bụng 2-6

Zoea5 10 – 16 4,50 Nhánh ngoài của chân hàm I mang 11 lông dài,

1-4 lông ngắn, nhánh ngoài của chân hàm II mang 12

lông dài và 2-3 lông ngắn Chân bụng trên đốt bụng 2-6 rất phát triển, nhánh ngoài của chân bụng có thể mang 1-2 lông tơ

megalop 15 – 23 4,01 Mất gai lưng Gai trán rất ngắn Mắt to Telson

không còn chẻ 2 mà dạng bầu và có nhiều lông trên chân đuôi Chân bụng rất phát triển và có nhiều lông trên các nhánh Ấu trùng mang 2 càng

Như các loài giáp xác khác, loài Scylla sp cũng lột xác và tăng trưởng

trong suốt vòng đời Trong giai đoạn đầu lột xác, cua biển thường kiếm những nơi bụi rậm hoặc bịt kín hang lại để tránh kẻ thù Cua biển tăng trưởng không liên tục Sau mỗi lần lột xác, khối lượng cua tăng từ 20 – 50%, chiều rộng Carapace tăng từ 3 – 44% (Nguyễn Cơ Thạch, 1998) Khối lượng của cua có thể tăng từ 1 – 4 g/ngày tùy theo loài và kích cỡ cua Cua đực tăng trưởng

nhanh hơn cua cái (Triño et al., 1999; Christensen et al., 2004) Thời gian giữa

các lần lột xác thay đổi theo từng giai đoạn Ấu trùng có thể lột xác trong vòng

2 – 3 ngày hoặc 3 – 5 ngày/lần đối với giai đoạn Zoea và 7 – 8 ngày đối với giai đoạn megalop Cua lớn lột xác chậm hơn, nửa tháng hay một tháng một lần Tốc độ tăng trưởng giảm dần theo độ tuổi của cua, thể hiện thành đường cong tăng trưởng Sự lột xác của cua có thể bị tác động bởi 3 loại kích thích tố: kích thích tố ức chế lột xác, kích thích tố thúc đẩy lột xác và kích thích tố điều khiển hút nước lột xác (Ong, 1966; Warner, 1977)

Sinh trưởng của cua còn thể hiện ở sự thay đổi dạng cơ thể, do sự khác nhau về tốc độ tằng trưởng tương đối giữa các phần của cơ thể Tăng trưởng của một bộ phận nào đó (y) thường được so sánh với tăng trưởng CW (x) Mối quan hệ này có thể có dạng hàm mũ y = bxa với số mũ a là hệ số thể hiện sự khác nhau về tốc độ tăng trưởng x và y Giá trị a<1 gọi là tăng trưởng dương không đều, y tăng nhanh hơn so với x; ngược lại a>1 gọi là tăng trưởng âm

không đều (Warner, 1977) Kết quả nghiên cứu trên cua sen (S paramamosain) phân bố ở vùng Rạch Chèo (Cà Mau) cho thấy mối quan hệ

giữa khối lượng và chiều rộng Carapace thể hiện qua phương trình y =

0,3077x2,7 và giữa chiều rộng và chiều dài = 1,4226x-0,1324 (Trần Ngọc Hải và

ctv., 2002)

Sự thay đổi hình dạng cơ thể còn liên quan đến sự thành thục Trước khi thành thục, đôi càng của cua đực và chiều rộng bụng của cua tăng trưởng không đều Đặc biệt trong quá trình lột xác cua có thể tái sinh lại những phần

cơ thể đã mất như chân, càng…Khối lượng cua tăng còn nhờ những phần cơ thể tái sinh Cua thiếu phụ bộ hay phụ bộ bị tổn thương thường có khuynh hướng lột xác sớm hơn (Warner, 1977)

2.1.6.2 Các giai đoạn của quá trình lột xác

Một chu kỳ lột xác của cua biển trải qua 5 giai đoạn (Warner, 1977)

Giai đoạn A: giai đoạn vừa lột xác có 2 giai đoạn phụ

Giai đoạn A1: ngay sau khi lột xác cua không thể cử động, vỏ rất mềm

Cơ thể hấp thu nước và sự khoáng hóa vỏ ngoài bắt đầu

Giai đoạn A2: vỏ vẫn mềm nhưng cua có thể cử động Hàm lượng nước trong cơ thể ổn định, khoảng 86% Sự tích tụ lớp vỏ trong và sự khoáng hóa bắt đầu

Giai đoạn B: giai đoạn sau lột xác, có 2 giai đoạn phụ

Giai đoạn B1, lớp vỏ ngoài bắt đầu biến dạng nhưng chưa nứt Sau đó, giai đoạn B2, nhiều phần của vỏ ngoài trở nên cứng hơn Cua bắt đầu bắt mồi

Giai đoạn C: giai đoạn giữa chu kỳ lột xác, có 4 giai đoạn phụ

C1: mai gần cứng hoàn toàn, các phụ bộ và chân bò linh hoạt Đây là thời kỳ chính của sự tăng trưởng các mô

C2: mai cứng hoàn toàn Các phụ bộ và chân bò ít linh hoạt và có thể gảy nếu bị uống cong Cua tiếp tục tăng trưởng

C3: vỏ cứng hoàn toàn, sự khoáng hóa lớp vỏ trong vẫn tiếp tục Một lớp màng bên trong dần hình thành cuối giai đoạn này

C4: lớp vỏ ngoài hoàn tất Lớp màng bên trong được điều chỉnh bằng việc nức và nhấc một phần mai ra ngoài hoặc vỡ lớp vỏ ở các ngón chân bò

Sự tăng trưởng kết thúc và vật chất dinh dưỡng được tích lũy Hàm lượng nước trong cơ thể chiếm khoảng 61%

Giai đoạn D: tiền lột xác, có 4 giai đoạn phụ

D1: lớp biểu bì tách khỏi lớp màng và tiết ra một lớp mô sừng ngoài Các gai mới hình thành bên trong gai cũ, chúng rất mềm và có thể thấy khi các ngón chân bò bị bẻ gãy Các chất tích lũy được tập hợp lại và glycogen hình thành trong mô biểu bì

D2: bắt đầu tiết lớp vỏ mới Các gai mới trở nên cứng hơn Lớp màng ngoài củ thoái hóa thành lớp gelatin Quá trình tái hấp thu vỏ củ bắt đầu Cua giảm hoạt động và ngưng bắt mồi

D3: giai đoạn này chủ yếu diễn ra quá trình tái hấp thu lớp vỏ cũ Tại một số vị trí trên lưng có những đường nứt lớn

D4: quá trình tái hấp thu hoàn tất Lớp vỏ cũ tách ra dọc theo đường nứt, quá trình hấp thu nước bắt đầu

Giai đoạn E: lột xác

Cua rút khỏi lớp vỏ cũ và nhanh chóng hấp thu nước

2.1.6.3 Các yếu tố điều khiển quá trình lột xác

Chu kỳ lột xác chịu ảnh hưởng bởi hormon và do hệ thần kinh điều khiển theo những biến đổi của điều kiện môi trường bên trong và bên ngoài

Cơ quan X- tế bào thần kinh nằm ở cuống mắt tiết ra hormone ức chế sự lột xác Khi loại bỏ cuống mắt cùng với cơ quan X, sự lột xác sẽ bắt đầu Hormon tiết ra từ cơ quan X sẽ tác động lên cơ quan Y – nằm ở phần trước cơ thể, ngay dưới vùng mang Cơ quan Y tiết ra hormon kích thích sự lột xác, khởi đầu giai đoạn D Như vậy, cơ quan X và Y điều khiển quá trình chuyển giai đoạn quan trọng từ C4 sang D trong chu kỳ lột xác (Warner, 1977) Sự tiết hormon của

cơ quan X do hệ thần kinh điều khiển và nó thể hiện mối quan hệ giữa chu kỳ lột xác với yếu tố môi trường bên trong và bên ngoài Cơ quan X sẽ ngừng tiết hormon khi chất dinh dưỡng được tích lũy đầy đủ, khi cua không làm nhiệm

vụ sinh sản và khi môi trường bên ngoài thuận lợi Khi môi trường bên ngoài bất lợi như cường độ chiếu sáng không thay đổi, nhiệt độ thấp hay mật độ cua cao thì hormon X được tiết ra, ức chế quá trình lột xác (Warner, 1977)

Ngoài sự điều khiển của hormon, các yếu tố môi trường bên ngoài như nhiệt độ, độ mặn, pH, thức ăn, ánh sáng…cũng ảnh hưởng đến sự lột xác và

do đó ảnh hưởng đến tỷ lệ sống của cua Một số nghiên cứu cho thấy ở loài S serrata, nhiệt độ ảnh hưởng đến sự lột xác và tỷ lệ sống của cua con nhiều hơn

ảnh hưởng của độ mặn trong khoảng 5 – 40‰ (Baylon, 2010; Ruscoe et al., 2004) Nhiệt độ tốt nhất cho chu kỳ lột xác ngắn và tỷ lệ sống cao trong

khoảng từ 25 đến 32oC (Gong et al., 2015b; Ruscoe et al., 2004) Ngoài ra,

khi cua con C1 bị bỏ đói 48 giờ, chúng lột xác không thành công và bị chết

(Gong et al., 2015b)

2.1.6.4 Tuổi thọ và kích thước tối đa của cua

Tuổi thọ trung bình của cua từ 2 – 4 năm Kích thước (chiều rộng mai) tối

đa của cua biển có thể từ 19 – 28 cm với khối lượng từ 1 – 3 kg/con đối với

cua S serrata Thông thường trong tự nhiên cua có kích cỡ trong khoảng 7,5 –

10,5 cm Với kích thước tương đương nhau về chiều dài hay chiều rộng Carapace thì cua đực nặng hơn cua cái (Angell, 1992) Cua đực tăng trưởng

nhanh hơn cua cái (Triño et al 1999; Christensen et al 2004) Cua thành thục

sinh dục khi chiều rộng carapace dao động từ 83-144 mm, nhưng kích thước đạt thành thục sinh dục cũng khác nhau giữa cua đực và cua cái (Hill, 1975,

Heasman et al., 1985), giữa các loài hoặc giữa những cá thể cùng loài nhưng

sống ở những vĩ độ khác nhau (Quinn and Kojis, 1987; Roberston and Kruger,

1994) Theo nghiên cứu của Le Vay et al (2007) trên loài cua S

paramamosain ở ĐBSCL thì kích thước tối đa của loài này là 15 cm Trong

điều kiện tự nhiên cua sẽ đạt kích cỡ thành thục 10,2 cm (Walton et al., 2006a)

sau 160 ngày từ giai đoạn cua con có kích thước 20 – 60 mm

2.1.7 Đặc điểm dinh dưỡng

Cua biển Scylla sp là loài giáp xác ăn tạp Giai đoạn hậu ấu trùng

chúng ăn tôm, giáp xác nhỏ, cá và động vật không xương sống khác (Joel and Sanjeevaraj, 1986) Cua lớn ăn động vật thân mềm và giáp xác ở đáy (Hill, 1979; Paterson and Whitfield, 1997) Bên cạnh đó, chúng có thể ăn thực vật thủy sinh (Hill, 1979), tảo sợi (Williams and Primavera, 2001), mùn bã hữu cơ

(Hill, 1979) và bắp nấu chín (Rodríguez et al., 2003) Chúng có thể tiêu hóa tốt carbohydrat như: bột ngô, bột đậu nành và cám gạo (Catacutan et al

2003) Mặc dù cua biển là loài động vật ăn tạp, nhưng nhu cầu đạm và lipid của chúng là khá cao Tăng trưởng của cua tăng lên rõ rệt, khi cho ăn với khẩu phần thức ăn 12% lipid và protein dao động 32 - 48% (Catacutan, 2002; Triño and Rodriguez, 2002)

Trong điều kiện thiếu thức ăn, cua có thể nhịn đói từ 10 – 15 ngày (Hill, 1978) Độ mặn và nhiệt độ cũng ảnh hưởng đến tập tính ăn của cua biển

Cua biển S serrata có tốc độ ăn tối đa khi nhiệt độ khoảng 25oC, khi nhiệt độ giảm xuống 20oC thì cua giảm ăn và hoạt động cũng giảm (Hill, 1980)

2.2 Sản xuất giống cua biển

2.2.1 Lựa chọn cua mẹ nuôi vỗ

Cua mẹ dùng trong nuôi vỗ có nguồn gốc từ tự nhiên (Mann et al., 1999a) hoặc từ các ao nuôi (Millamena and Quinitio, 2000) Alava et al (2007)

báo cáo rằng, hàm lượng lipid trong gạch cua nuôi cao hơn trong cua đánh bắt ngoài tự nhiên, đặc biệt là hàm lượng ARA (20:4n-6), EPA (20:5n-3) và DHA (22:6n-3), điều này rất quan trọng cho việc hình thành phôi và sức khỏe của ấu trùng sau này Do đó, vấn đề lựa chọn cua mẹ nuôi vỗ cũng cần xem xét kỹ Cua mẹ có thể được mua trực tiếp từ các hộ dân (Dat, 1999a; Marichamy and

Rajapackiam, 2001) hoặc thông qua thương lái (Dat, 1999a; Quinitio et al.,

2001) Trong tự nhiên con cái giao phối và giữ túi tinh trong cơ thể, ngay khi chúng lột xác trưởng thành (Robertson and Kruger, 1994) Trong lúc đẻ trứng

cua cái tự thụ tinh nhờ túi tinh trong cơ thể (Nghia et al., 2001a) Do đó, trong nuôi vỗ, không cần sử dụng cua đực (Robertson and Kruger, 1994; Nghia et al., 2001a) Kích thước cua mẹ cũng ảnh hưởng đến sức sinh sản và tỷ lệ sinh

sản (Millamena and Bangcaya, 2001)

2.2.2 Hệ thống nuôi vỗ

Cua biển thường sống ở vùng cửa sông có độ đục cao (Hill, 1978; Dat,

1999a; Barnes et al., 2002) Do đó, bể nuôi vỗ nên che tối hoàn toàn (Williams

et al., 1998; Mann et al., 1999a; Quinitio et al., 2001; Nghia et al., 2001a)

Trong nuôi vỗ, cua mẹ đươc nuôi riêng từng con trong thùng nhựa, có thể tích

từ 60 - 300 L, với chiều cao mực nước từ 25 -150 cm (Dat, 1999b; Mann et al., 1999a; Millamena and Quinitio, 2000), giá thể cũng được cho vào bể nuôi

vỗ để cua vùi mình và tránh hiện tượng ăn nhau (Millamena and Quinitio,

2000; Millamena and Bangcaya, 2001; Djunaidah et al., 2003; Hamasaki, 2002) Giá thể phải sạch và dễ dàng tháo bỏ khi vệ sinh bể nuôi (Davis et al.,

2004) Giá thể cát thường được dùng làm nền đáy trong nuôi vỗ cua mẹ

(Churchill, 2003) Chúng được trải đều trên toàn bề mặt đáy bể (Williams et al., 1998; Millamena and Quinitio, 2000) hoặc một phần của bể nuôi (Mann et al., 1999a) Người nuôi thường đặt một khay nhựa có diện tích 50 x 80 mm vào trong bể nuôi và khay được trải một lớp cát dày 200 mm (Baylon et al., 2001; Djunaidah et al., 2001b; Millamena and Bangcaya, 2001), biện pháp

này giúp cho người nuôi dễ dàng vệ sinh nền đáy mà không gây sốc cua mẹ

(Mann et al., 1999a; Djunaidah et al., 2001b)

Cua cái thành thục tốt có thể đẻ trong ao, đăng quầng, trên bể (Davis et al., 2004) Với hình thức nuôi vỗ trên bể, cua mẹ có thể nuôi trong hệ thống

tuần hoàn (Marichamy and Rajapackiam, 2001; Millamena and Bangcaya,

2001), trong hệ thống nước chảy tràn (Quinitio et al., 2001; Hamasaki, 2002) hoặc hệ thống hở, thay nước một phần hàng ngày (Mann et al., 1999a; 1999b; Millamena and Quinitio, 2000; Baylon et al., 2001; Millamena and Bangcaya,

2001) Nước biển có độ mặn từ 30 – 35 ‰, được sử dụng cho nuôi vỗ cua mẹ

và ương ấu trùng loài S serrata (Mann et al., 1999a) Nước có độ mặn từ 20 –

25 ‰ được sử dụng cho nuôi vỗ cua mẹ và ương ấu trùng loài S tranquebarica, S olivacea và S paramamosain (Davis et al., 2003) Tuy

nhiên, nước biển vẫn được sử dụng cho đẻ và ương ấu trùng cho cả 4 loài cua

Scylla sp

2.2.3 Khẩu phần ăn và chế độ cho ăn

Trong thời gian nuôi vỗ, cua mẹ được cho ăn thức ăn tươi sống hoặc

thức ăn đông lạnh như: tôm, cá, mực, nhuyễn thể, ốc…(Dat, 1999a; Mann et al., 1999a; Millamena and Bangcaya, 2001; Quinitio et al., 2001; Hamasaki, 2002) Sinh khối Artemia giàu hóa cũng được sử dụng làm thức ăn cho cua mẹ (Djunaidah et al., 2003) Cua biển ăn thức ăn tươi hoặc thức ăn đông lạnh, có

tỷ lệ đẻ cao hơn khi chúng ăn thức ăn công nghiệp (Millamena and Quinitio,

2000; Millamena and Bangcaya, 2001; Djunaidah et al., 2003; Phạm Thị

Tuyết Ngân và ctv., 2005) Hơn nữa, khi cua mẹ nuôi vỗ được cho ăn thức ăn

tươi sống thì hàm lượng amino acid trong buồng trứng rất cao, hàm lượng amino acid này có ảnh hưởng lớn đến tỷ lệ thụ tinh và sức khỏe của ấu trùng Zoea sau này (Peñaflorida, 2004)

Trong thời gian nuôi vỗ, do cua được cho ăn chủ yếu bằng thức ăn tươi sống, nên dễ gây dơ nước (Trần Ngọc Hải, 2017) Do đó, cua nuôi vỗ nên cho

ăn từ 3 - 5% khối lượng thân (Dat, 1999b), 6 - 10% (Millamena and Bangcaya, 2001) hoặc 20 % khối lượng thân/ngày (Baylon and Failaman, 2001) hoặc cho

ăn theo nhu cầu (Mann et al., 1999a; Williams et al., 1999) Do tập tính ăn đêm (Hill, 1978; Barnes et al., 2002) nên chỉ cho cua ăn 2 lần/đêm (Dat,

1999a) hoặc 3 lần/đêm (Millamena and Bangcaya, 2001) Trước khi cho ăn cần quan sát lượng thức ăn trong bể để điều chỉnh thức ăn cho cử tiếp theo,

nhằm tránh thức ăn thừa làm ô nhiễm nguồn nước (Davis et al., 2004)

2.2.4 Sinh sản

Cua thích nghi tốt với điều kiện sinh sản nhân tạo và đẻ trứng trong điều kiện nuôi nhốt Hơn 85% cua tự nhiên tham gia sinh sản sau 5 – 40 ngày

nuôi vỗ trong bể (Williams et al., 1998; Mann et al., 1999a; Davis et al.,

2003) Cắt mắt giúp kích thích cua thành thục nhanh và rút ngắn thời gian

tham gia sinh sản (Djunaidah et al., 1998; Dat, 1999b; Mann et al., 1999a; Millamena and Quinitio, 2000; Baylon et al., 2001; Baylon and Failaman, 2001; Marichamy and Rajapackiam, 2001; Nghia et al., 2001a; Quinitio et al., 2001) Mann et al (1999a) báo cáo rằng, cua cắt mắt đẻ trứng lớn hơn và ấu trùng nở tốt hơn cua không cắt mắt Trong khi đó, Mann et al (1999a) báo cáo,

cua cắt mắt đẻ trứng có tỷ lệ thụ tinh và nở thấp hơn cua không cắt mắt Tuy nhiên, viêc cắt mắt cua trong nuôi vỗ sẽ giúp cua sinh sản quanh năm Trong

khi ngoài tự nhiên chúng chỉ sinh sản theo mùa (Mann et al., 1999a; Nghia et al., 2001a; Marichamy and Rajapackiam, 2001; Hamasaki, 2002; Davis et al.,

2003) Sau khi giao vĩ, cua mẹ có thể đẻ liên tục 3 lần (Dat, 1999a;

Marichamy and Rajapackiam, 2001; Quinitio et al., 2001) mà sản lượng trứng

và tỷ lệ thụ tinh vẫn không thay đổi (Millamena and Quinitio, 2000) Tuy nhiên, theo Dat (1999b) thì sản lượng trứng và chất lượng ấu trùng giảm đáng

kể sau lần đẻ thứ nhất

Sản lượng trứng không những phụ thuộc vào kích cỡ cua mẹ mà còn phụ thuộc vào chế độ dinh dưỡng của cua nuôi (Millamena and Bangcaya, 2001) Cua nuôi vỗ có sức sinh sản và tỷ lệ thụ tinh cao hơn cua ngoài tự nhiên khi chúng được cung cấp đầy đủ dinh dưỡng (Millamena and Bangcaya,

2001; Quinitio et al., 2001)

2.2.5 Ấp nở

Sau khi đẻ trứng, cua được chuyển sang bể ấp Bể ấp có thể là xô nhựa

60 L, 100 L hoặc bể lớn có thể tích từ 300 – 500 L (Mann et al., 1999a;

Millamena and Quinitio, 2000; Millamena and Bangcaya, 2001; Hamasaki,

2002) hoặc 1000 L (Williams et al., 1998) Tuy nhiên, Thể tích bể ấp nhỏ,

những trứng bị nhiễm bệnh không được loại bỏ, nếu không loại sẽ dễ dàng lây

nhiễm sang những trứng còn lại (Dat, 1999b; Churchill, 2003; Davis et al.,

2003b) Nước được khử trùng bằng tia cực tím trước khi đưa vào bể ấp Nước

trong bể ấp được chảy tràn mỗi ngày hoặc được lọc tuần hoàn (Williams et al., 1998; Mann et al., 1999a; Hamasaki, 2002)

Nhiệt độ nước có ảnh hưởng lớn đến quá trình phát triển phôi của trứng cua biển Nhiệt độ nước dưới 18oC phôi sẽ phát triển chậm hoặc không phát triển (Heasman and Fielder, 1983; Hamasaki, 2002) Phôi phát triển tốt khi nhiệt độ nước từ 20 – 30 oC (Mann et al., 1999a; Millamena and Bangcaya, 2001; Davis et al., 2003b) Tuy nhiên, trứng cua phát triển bình thường trong

khoảng nhiệt độ từ 20 – 30 oC, nhưng nhiệt độ trong khoảng 26 – 30 oC thì

thích hợp cho trứng phát triển (Li et al., 1999; Mann et al., 1999a; Quinitio et al., 2001) Thời gian ấp phụ thuộc vào nhiệt độ nước, tùy theo nhiệt độ mà

trứng nở từ 9 - 12 ngày sau khi đẻ (Dat, 1999b; Baylon and Failaman, 2001;

Quinitio et al., 2001) Ngoài ra, thời gian nở có thể được dự đoán bằng nhịp tim, điểm mắt hoặc đường kính trứng (Mann et al., 1999b; Nghia et al.,

2001a)

Trứng thường nở vào buổi sáng (Hai et al., 2001; Hamasaki, 2002)

Cua mẹ được chăm sóc đến khi trứng chuyển sang màu đen thì được chuyển sang bể nuôi riêng và cua mẹ sẽ nở 1 – 2 ngày sau đó (Hamasaki, 2002; Mann

et al., 1999a) Bể cho nở có độ mặn dao động từ 30 – 35 ‰, có thể tích 500 L

để giảm hiện tượng nước ô nhiễm trong quá trình nở Thông thường có khoảng vài trăm đến vài ngàn ấu trùng nở vào ban đêm, trước khi nở chính một ngày

Số trứng còn lại sẽ nở khoảng 10 phút vào ngày hôm sau (Dat, 1999b; Mann et al., 1999a; Hai et al., 2001)

2.2.6 Ương ấu trùng Zoea

2.2.6.1 Lựa chọn ấu trùng

Cua mẹ được vớt ra khỏi bể cho nở sau khi thảy hết trứng Ấu trùng khỏe mạnh, hướng quan tốt sẽ di chuyển lên tầng mặt Những ấu trùng yếu sẽ chìm xuống đáy bể Ấu trùng khỏe mạnh được dùng để ương Do đó, thời gian thu

ấu trùng cũng cần phải cân nhắc Bởi vì, mầm bệnh từ vỏ trứng có thể lây sang

ấu trùng (Hamasaki and Hatai, 1993a) Ngoài ra, sau 1 giờ nở, mật độ vi

khuẩn cũng tăng lên nhanh chóng trong bể nở (Mann et al., 1999b) Vì vậy, tốt

nhất nên vớt ấu trùng ra khỏi bể nở sau khi nở khoảng 10 – 15 phút Ngoài ra,

ấu trùng trước khi bố trí cũng nên tắm qua formol (200 µL/L) hoặc nước biển

sạch để loại bớt mầm bệnh trên ấu trùng (Mann et al., 1999b)

2.2.6.2 Nước ương ấu trùng

Chất lượng nước có ý nghĩa rất quan trọng trong ương ấu trùng cua biển Do đó, nước dùng để ương ấu trùng phải sạch, không có vật chất hữu cơ

lơ lững, không có vi khuẩn, ký sinh trùng và địch hại cho ấu trùng Vì vậy, có nhiều quy trình xử lý nước trước khi cấp vào bể ương ấu trùng như: nước được lọc qua túi lọc 1 µm, xử lý chlorine trong 24 h và trung hòa lại bằng Natri

thiosulfat (Parado-Estepa and Quinitio, 1998; Williams et al., 1998; Mann et al., 1999b; Williams et al., 1999; Quinitio et al., 2001), xử lý bằng ozon

(Baylon and Failaman, 1999) hoặc nước được lọc qua than hoạt tính và xử lý bằng tia UV (Dat, 1999b) Nước nên được cấp vào bể, trước khi ương 1 ngày

(Parado-Estepa and Quinitio, 1998; Mann et al., 1999b) Mann (1999b) đã báo

cáo, tỷ lệ sống của megalop tăng lên đáng kể khi tảo được cấp vào bể, trước khi ương ấu trùng 1 ngày

trên 32oC tỷ lệ sống sẽ giảm đáng kể sau mỗi lần lột xác (Qiao et al., 2010)

Nhiệt độ cao hơn 35oC thì tất cả Zoea5 chết khi biến thái qua Megalop (Hamasaki, 2003)

2.2.6.4 Độ mặn

Độ mặn trong khoảng 30 - 35 ‰ thường được dùng để ương ấu trùng

cua Scylla từ giai đoạn Zoea1 – Zoea4 (Djunaidah et al., 1998; Quinitio et al., 2001) Tuy nhiên ở nhật, độ mặn 25 ‰ được dùng ương loài S tranquebarica nhằm hạn chế nấm gây bệnh cho ấu trùng (Davis et al., 2003a) Dat (1999b)

đã báo cáo, chỉ số biến thái từ Zoea5 qua Megalop được cải thiện đáng kể khi giai đoạn Zoea5 độ mặn giảm từ 30 ‰ xuống 25 ‰ Tương tự, hạ độ mặn từ

25 ‰ xuống 20 ‰ đối với loài S tranquebarica, từ 30 ‰ xuống 20 ‰ cho loài S olivacea (Quinitio et al., 2001) Nhưng giảm độ mặn ở loài S serrata

không cải thiện chỉ số biến thái từ Zoea5 sang Megalop (Davis et al., 2003)

2.2.6.5 Ánh sáng

Giai đoạn Zoea1 – Zoea2, ấu trùng cua biển hướng quan mạnh Do đó, cần duy trì ánh sáng để ấu trùng không bị lắng đáy Hơn nữa, ánh sáng có ảnh hưởng lớn đến bắt mồi của ấu trùng, đặc biệt là giai đoạn Zoea3 đến Megalop

Vì vậy, trong thời gian ương nên duy trì cường độ ánh sáng cho bể ương từ

1800 – 4000 lux/m2 (Mann et al., 2001 được trích dẫn bởi Davis et al., 2004) Qiao et al (2010) đã báo cáo, khả năng bắt mồi và tiêu hóa thức ăn của ấu

trùng tăng, khi bể ương được chiếu sáng từ 1000 – 6000 lux nhưng khi cường

độ ánh sáng dưới 1000 lux thì tỷ lệ sống của ấu trùng sẽ thấp Tuy nhu cầu ánh sáng của ấu trùng khá cao nhưng ấu trùng vẫn cần thời gian che tối (Djunaidah

et al., 1998) Tỷ lệ sống của ấu trùng không bị ảnh hưởng khi bể không được chiếu sáng từ 12 – 18 giờ (Nghia et al., 2001b) Trong quá trình ương, bể ương nên duy trì ít nhất 12 giờ chiếu sáng (Quinitio et al., 2001)

2.2.6.6 Bể ương

Bể dùng để ương ấu trùng có rất nhiều loại như: bể có đáy hình chóp được làm từ composite hoặc nhựa nhằm phân tán đều ấu trùng và thức ăn trong bể ương Tuy nhiên, hiện nay do quá trình chuyển đổi đối tượng sản xuất giữa tôm biển và cua biển nên bể xi măng từ các trại ương tôm biển cũng được

sử dụng để ương ấu trùng cua biển (Trần Ngọc Hải, 2017) Bể ương ấu trùng cua biển có thể tích dao động từ 0,5 m3 đến 200 m3 (Dat, 1999b; Williams et al., 1999; Millamena and Bangcaya, 2001; Quinitio et al., 2001; Hamasaki et al., 2002) Màu sắc bể ương cũng có ảnh hưởng lớn đến bắt mồi và tỷ lệ sống

của ấu trùng Ấu trùng sẽ tăng khả năng bắt mồi, tiêu thụ nhiều thức ăn, lột xác đồng đều, có thời gian biến thái nhanh và tỷ lệ sống cao hơn khi chúng được ương trong những bể có màu nền tối như: màu nâu và màu đen (Rabbani and Zeng, 2005)

2.2.6.7 Thay nước và xiphon

Trong mô hình nước trong hở, nước được thay từ 50 – 85% thể tích

nước bể ương/ngày hoặc thông qua hệ thống tuần hoàn (Nghia et al., 2001b)

Trong mô hình nước xanh, nước sẽ không được thay trong 3 ngày đầu Sau đó, nước sạch được cấp thêm từ 10 – 20% cho giai đoạn Zoea2 – Zoea3, từ 40 – 50% cho giai đoạn Zoea4 – Megalop (Mann et al., 1999b; Quinitio et al., 2001) Ở Nhật Bản, ấu trùng S serrata được ương trong bể có thể tích lớn hơn

10 m3 Nước xanh được cấp khoảng 20 – 25% thể tích bể ở giai đoạn Zoea1 Sau đó, cấp đầy bể bẳng nước biển ở giai đoạn Zoea2 – Zoea3 và nước được thay bằng hình thức chảy tràn từ Zoea4 – Megalop (Hamasaki et al., 2002)

Xác ấu trùng chết và thức ăn thừa được loại bỏ hàng ngày bằng xiphon

đáy (Quinitio et al., 2001; Baylon and Failaman, 2001) Để hạn chế thất thoát

ấu trùng qua xiphon, màng lọc sinh học đã được lắp vào bể trong suốt thời

gian ương Williams et al (1998), đã thu được tỷ lệ sống qua Cua1 cao khi màng lọc sinh học được vệ sinh hàng ngày

2.2.6.8 Thức ăn và giàu hóa thức ăn

Sau khi chuyển qua bể ương, ấu trùng được cho ăn càng sớm càng tốt Bởi vì, enzym protease trong ấu trùng có khả năng tiêu hóa tốt thức ăn khi ấu

trùng mới nở (Li et al., 1999) Brick (1974) cho rằng, ấu trùng ăn tảo khi

chúng bơi lội trong cột nước Tuy nhiên, nếu chỉ cho ấu trùng ăn bằng tảo mà không cho ăn phiêu sinh động vật thì ấu trùng Zoea1 không thể lột xác qua Zoea2 Một số loài tảo như: Tetraselmis, Skeletonema, Chlorella, Nannochloropsis, Chaetoceros và Isochrysis được thêm vào bể trong suốt thời

gian ương với mật độ từ 5 x 104 đến 5 x 105 tế bào/mL (Djunaidah et al., 1998; Dat, 1999b; Mann et al., 1999b; Williams et al., 1999; Zeng and Li, 1999; Quinitio et al., 2001) Hai loài tảo N oculata và I galbana rất giàu HUFA cũng được thêm vào bể ương để giàu hóa luân trùng và Artemia Tuy

nhiên, ảnh hưởng của tảo lên tỷ lệ sống và tăng trưởng của ấu trùng không rõ ràng Xu hướng ngày nay trong ương ấu trùng là dùng tảo làm thức ăn cho luân trùng ở giai đoạn Zoea1 (Davis et al., 2004; Ruscoe et al., 2004)

Zeng and Li (1992) cho rằng ở giai đoạn Zoea1 ấu trùng khó bắt

Artemia, do kích cở Artemia lớn Do đó, luân trùng Brachionus sp thường

được cho ăn giai đoạn Zoea1 – Zoea2 (Zeng and Li, 1992; Li et al., 1999; Mann et al., 1999b; Zeng and Li, 1999; Takeuchi et al., 2000) Sử dụng luân

trùng cho giai đoạn Zoea1 – Zoea2, ấu trùng sẽ bắt mồi hiệu quả hơn là sử

dụng Artemia cho giai đoạn này (Li et al., 1998; Baylon et al., 2004) Nhưng

tỷ lệ sống giảm đáng kể và Zoea5 sẽ không thể biến thái qua Megalop nếu giai đoạn Zoea3 không được cho ăn Artemia (Zeng and Li, 1992; Li et al., 1998; Zeng and Li, 1999; Takeuchi et al., 2000; Supriyudi et al., 2002a) Với mô hình nước xanh, Hassan et al (2011) đã báo cáo, tỷ lệ sống của ấu trùng cua

được cải thiện rất nhiều, khi chúng được cho ăn kết hợp giữa luân trùng và

Artemia, trong suốt thời gian ương Nhu cầu thức ăn của ấu trùng cũng thay

đổi theo tình trạng sinh lý Trước mỗi lần lột xác, ấu trùng luôn tăng cường bắt

luân trùng và Artemia, nhằm tích lũy năng lượng cho quá trình lột xác (Baylon

Artemia được sử dụng từ giai đoạn Zoea3 – Cua1 (Li et al., 1999; Mann et al 1999b; Takeuchi et al., 2000; Nghia et al., 2001b; Quinitio et al., 2001) Tuy

nhiên, ương ấu trùng trong các hệ thống bể lớn (10 – 100 m3) thì việc vệ sinh

bể gặp nhiều khó khăn nên ấu trùng cua được cho ăn Artemia từ giai đoạn

Zoea4 (Hamasaki et al., 2002) Mặc dù, ấu trùng được cho ăn arteima bung dù

Nhưng giai đoạn Zoea3 chúng có thể ăn ấu trùng Artemia giai đoạn Intar II Vì vậy, có thể giàu hóa Artemia ở giai đoạn Intar II trước khi cho ấu trùng ăn để tăng hàm lượng HUFA cung cấp cho ấu trùng Tương tự, Artemia 5 ngày tuổi cũng được giàu hóa và làm thức ăn cho Megalop (Mann et al., 1999b)

Ấu trùng Zoea1 cua biển bắt mồi thụ động vì vậy trong giai đoạn này cần bổ sung thức ăn với mật độ cao và di chuyển chậm (Heasman and Fielder, 1983) Kết quả nghiên cứu trong phòng thí nghiệm cho thấy, tỷ lệ sống cua cải thiện đáng kể khi ấu trùng được cho ăn luân trùng với mật độ 30 – 80 con/mL

(Djunaidah et al., 1998; Zeng and Li, 1999; Suprayudi et al., 2002) Tuy

nhiên, trong thực tế sản xuất, mật độ luân trùng thường được duy trì trong khoảng 10 – 20 con/mL nhằm hạn chế ô nhiễm nước ương do luân trùng chết

gây ra (Zeng and Li, 1992; Williams et al., 1998; Mann et al., 1999b; Baylon

et al., 2001b; Quinitio et al., 2001), Artemia được bổ sung từ Zoea3 với mật độ

0,5 – 10 con/mL (Mann et al., 1999b; Williams et al., 1999; Zeng and Li, 1999; Baylon et al., 2001a; Quinitio et al., 2001) và có thể lên đến 20 con/mL (Nghia et al., 2001b) Chưa có kết quả báo cáo về mật độ Artemia tối ưu cho

ấu trùng Do đó, hiện nay cho ăn Artemia vẫn dựa theo mật độ ấu trùng cua (Davis et al., 2004) Về mặt lý thuyết, khi ương ấu trùng với mật độ 100 con/L thì mật độ Artemia ở giai đoạn Zoea3, Zoea4, Zoea5 và Megalop lần lượt có giá

trị 1,5, 2,5, 3,7 và 11,4 con/mL (Baylon et al., 2004)

Ấu trùng cua biển có khả năng sử dụng tốt thức ăn công nghiệp, đặc

biệt là thức ăn dành cho ấu trùng tôm (Quinitio et al., 1999) như: Pripark 150

cho giai đoạn Zoea1 –Zoea5 (Trần Minh Nhứt và ctv., 2010) và Artemia bốc noãn (Nghia et al., 2001a) Các giai đoạn ấu trùng khác nhau thì ăn thức ăn công nghiệp có kích thước khác nhau Genodepa et al (2004) đã báo cáo rằng,

ấu trùng Zoea1, Zoea3, Zoea5 và Megalop lần lượt ăn thức ăn có kích thước

<150, 150 - 250, 250 - 400 và 400 – 600 µm Thức ăn công nghiệp không phải

là thức ăn thay thế cho thức ăn tươi sống mà là thức ăn bổ sung trong quá trình ương Ở Philippine, thức ăn tươi sống được bổ sung với liều lượng 2 mg/L/ngày từ giai đoạn Zoea1 – Zoea5 (Quinitio et al., 2001)

Ấu trùng nhuyễn thể ở giai đoạn veliger, có kích thước 50 – 55 µm cũng là thức ăn tốt nhất cho giai đoạn Zoea1 của loài S tranquebarica (Maheswarudu et al., 2007) Ngoài ra, một số loài phiêu sinh động vật có giá trị dinh dưỡng cao hơn luân trùng và Artemia cũng được sử dụng làm thức ăn cho ấu trùng cua biển như: Acartia tsuensis và Pseudodiaptomus sp (Toledo

et al., 1998) nhưng để đảm bảo đủ lượng thức ăn cho ấu trùng là rất khó Bởi

vì, chúng không thể nuôi ở mật độ cao (Davis et al., 2003) Tuy nhiên, dinh dưỡng của luân trùng và Artemia được cải thiện dễ dàng bằng biện pháp giàu

hóa (Rees et al., 1994; Coutteau et al., 1997) Nhiều thí nghiệm cho thấy, hiệu

quả của giàu hóa thức ăn tươi sống bằng acid béo thiết yếu được triết xuất từ

tảo, nấm men đã cải thiện đáng kể tỷ lệ sống của ấu trùng (Davis et al., 2004)

Suprayudi et al (2004) đã chứng minh rằng, tác động của

eicosapentaenoic acid (EPA) và docosahexaenoic acid (DHA) lên chiều rộng

mai và tỷ lệ sống sống ấu trùng cua S serrata cao hơn linoleic acid (LA) và lonolenic acid (LNA) Theo báo cáo của Suprayudi et al (2002), tỷ lệ sống của

ấu trùng S serrata được cải thiện đáng kể khi gia tăng tổng hàm lượng acid

béo Σ(n-3) HUFA từ 3 – 5 mg/g đến 7,6 – 8 mg/g, cho giàu hóa luân trùng Tuy nhiên, ấu trùng Zoea5 của loài S serrata sẽ phát triển bất thường và tỷ lệ

chết cao khi biến thái từ Zoea5 qua Megalop khi chúng được cho ăn luân trùng

được giàu hóa với hàm lượng Σ(n-3) HUFA cao hơn 6 mg/g (Hamasaki et al.,

2002) Megalop chết rất nhiều khi biến thái qua Cua1, nếu trong giai đoạn đầu,

ấu trùng được cho ăn luân trùng có chứa 31 mg/g Σ(n-3) HUFA (Suprayudi et al., 2002) Agus (2002) cũng báo cáo, lột xác của ấu trùng Zoea5 gặp trở ngại,

khi giai đoạn đầu chúng ăn luân trùng và Artemia giàu hóa với hàm lượng

EPA trong thức ăn cao hơn 3,6% và DHA cao hơn 0,46% Do đó, để cải thiện chỉ số biến thái từ Zoea5 qua Megalop thì giai đoạn Zoea1 – Zoea2 nên cho ấu

trùng Scylla sp ăn luân trùng có hàm lượng n-3 HUFA là 0,8%, với 0,33 EPA

và 0,13% DHA, các giai đoạn tiếp theo nên cho ăn Artemia có hàm lượng EPA từ 1 - 2,3% và n-3 HUFA nên nằm trong khoảng 1,1 – 2,4% (Qiao et al.,

2010)

2.2.7 Ương megalop

Khi ấu trùng biến thái hoàn toàn sang megalop, chúng được sang thưa qua các bể khác để hạn chế ăn nhau Trong 4 – 5 ngày đầu, Megalop bơi lội trong tầng nước, ít bám vào giá thể Nhưng sau đó, chúng chuyển sang sống bám dưới đáy hoặc giá thể và lột xác thành Cua1 sau 7 - 10 ngày (Baylon and Failaman, 1999; Dat, 1999b)

Megalop được nuôi trong các bể đáy bằng, với thể tích từ 2000 – 8000

L (Williams et al., 1998; Dat, 1999b) Một số giá thể như: rong biển, lưới

nhựa, ống nhựa cũng được cho vào bể ương trong giai đoạn này để tạo nơi trú

ẩn và hạn chế hiện tượng ăn nhau (Marasigan, 1998; Mann et al., 1999b; Quinitio et al., 2001)

Megalop cũng được nuôi trong ao đất với diện tích 50 m2 và sâu 80 –

100 cm (Marasigan, 1998; Rodríguez et al., 1998) Megalop nuôi trong ao có

thời gian biến thái qua Cua1 nhanh hơn nuôi trên bể Có lẽ do chúng ăn thức

ăn tự nhiên có sẳn trong ao (Marasigan, 1998; Rodríguez et al., 1998; Rodríguez et al., 2001) Tuy nhiên, hình thức nuôi này cho tỷ lệ sống không

cao, do không kiểm soát được mầm bệnh Hơn nữa, vấn đề thu hoạch cũng

gặp nhiều khó khăn (Rodríguez et al., 2001) Để khắc phục các vấn đề trên,

hình thức nuôi trong khung lưới và đặt trong ao đất đã xuất hiện Khung lưới

có kích thước 1 x 1 x 1,5m, xung quanh được bọc lưới có kích thước mắt lưới

1 mm (Marasigan, 1998; Rodríguez et al., 2001) Megalop được ương trên bể

với mật độ từ 1 – 150 con/L (Baylon and Failaman, 1999; Dat, 1999b;

Quinitio et al., 2001) và trong ao đất từ 0,1 – 125 con/m2 (Marasigan, 1998;

Rodríguez et al., 1998)

Ấu trùng Artemia có hàm lượng đạm cao (65,6%) và bơi lội chậm,

chúng thích hợp làm thức ăn cho megalop, vốn có tập tính săn mồi chủ động

(Williams et al., 1999; Nghia et al., 2007a) Megalop rất phàm ăn, chúng có

thể tiêu thụ một lượng lớn thức ăn trong thời gian ngắn Vì vậy, nên duy trì

mật độ Artemia cao (37 con/mL) để hạn chế hiện tượng ăn nhau của chúng (Nghia et al., 2007a) Tương tự, Genodepa et al (2004) cũng khuyến cáo,

trong giai đoạn megalop nên cho ăn thường xuyên hơn các giai đoạn Zoea và

mật độ Artemia nên được bổ sung 5 con/mL/h Tuy nhiên những nghiên cứu gần đây cho thấy, megalop chỉ bắt ấu trùng Artemia trong khoảng 4 – 5 ngày đầu Sau đó, chúng giảm bắt Artemia khi chúng chuyển sang sống bám Vì

vậy, trong thời gian này nên cho megalop ăn tôm băm nhỏ hoặc thịt hến

(Baylon et al., 2004) hoặc thức ăn công nghiệp dành cho ương ấu trùng tôm sú (Jantrarotai et al., 2004) như N0 (Trần Minh Nhất và ctv., 2010) Thức ăn đông lạnh cũng được sử dụng cho giai đoạn này (Williams et al 1999; Hamasaki et al., 2002) Tỷ lệ sống và biến thái qua Cua1 cũng tăng đáng kể khi Megalop

được cho ăn thêm Artemia trưởng thành (Heasman and Fielder, 1983; Marasigan, 1998; Baylon and Failaman, 1999; Mann et al., 1999b; Williams et al., 1999; Quinitio et al., 2001) Genodepa et al (2004) đã báo cáo rằng, có thể

sử dụng MBD (microbound diet) để thay thế cho Artemia, ở giai đoạn

megalop nhằm giảm chi phí và ấu trùng megalop có tỷ lệ sống cao nhất khi

chúng ăn 25 % MBD với 75% Artemia Tương tự, Holme et al (2006) cũng báo cáo rằng, megalop ăn hổn hợp thức ăn gồm 50% MBD và 50% Artemia có

tỷ lệ sống tốt hơn chúng ăn 100% Artemia Holme et al (2007c), đã thành công trong việc thay thế 100% Artemia bằng MBD, với công thức phối hợp giữa 7g

cholesteron với 40g lecithin/kg thức ăn MBD, mà tỷ lệ sống vẫn không bị ảnh hưởng Bên cạnh đó, việc phối hợp giữa dầu cá và dầu bắp với tỷ lệ 1:1 trong thức ăn MBD đã cải thiện đáng kể tỷ lệ sống và biến thái từ Megalop qua Cua1

(Holme et al., 2007a) hoặc chúng ăn thức ăn có chứa 0,8% cholesteron (Holme et al., 2007b)