Cải thiện khả năng ra rễ in vitro và nâng cao tỷ lệ sống sót ngoài vườn ươm của cây chanh dây tím (Passiflora edulis Sims.) có nguồn gốc từ nuôi cấy lớp mỏng tế bào lá

Cải thiện khả năng ra rễ in vitro và nâng cao tỷ lệ sống sót ngoài vườn ươm của cây chanh dây tím có nguồn gốc từ tTCL lá đã được thiết lập trong nghiên cứu này. Mẫu tTCL lá được nuôi cấy trên môi trường MS bổ sung 1 mg/l BA, 30 g/l sucrose và 8 g/l agar cho số chồi cao nhất (4 chồi/mẫu) sau 8 tuần.

Trang 1

TẠP CHÍ KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ, Trường Đại học Khoa học, ĐH Huế Tập 15, Số 2 (2020)

CẢI THIỆN KHẢ NĂNG RA RỄ IN VITRO VÀ NÂNG CAO TỶ LỆ SỐNG SÓT NGOÀI VƯỜN ƯƠM CỦA CÂY CHANH DÂY TÍM (Passiflora edulis Sims.)

CÓ NGUỒN GỐC TỪ NUÔI CẤY LỚP MỎNG TẾ BÀO LÁ

Trần Hiếu 1, 2, 3 , Hoàng Thanh Tùng 1 , Cao Đăng Nguyên 2 , Dương Tấn Nhựt 1*

1 Viện Nghiên cứu Khoa học Tây Nguyên

2 Trường Đại học Khoa học, Đại học Huế

3 Trường Cao đẳng Sư phạm Ninh Thuận

*Email: duongtannhut@gmail.com

Ngày nhận bài: 02/7/2019; ngày hoàn thành phản biện: 4/9/2019; ngày duyệt đăng: 02/10/2019

TÓM TẮT

Cải thiện khả năng ra rễ in vitro và nâng cao tỷ lệ sống sót ngoài vườn ươm của cây

chanh dây tím có nguồn gốc từ tTCL lá đã được thiết lập trong nghiên cứu này Mẫu tTCL lá được nuôi cấy trên môi trường MS bổ sung 1 mg/l BA, 30 g/l sucrose

và 8 g/l agar cho số chồi cao nhất (4 chồi/mẫu) sau 8 tuần Chồi sau đó được nhân nhanh trên môi trường MS có bổ sung 0,5 mg/l BA và 0,5 mg/l Kin Ở giai đoạn ra

rễ, chồi được nuôi cấy trong 2 hệ thống khác nhau, (1) hệ thống GB và (2) hệ thống

RPB Sau 8 tuần nuôi cấy kết quả cho thấy, tỷ lệ ra rễ in vitro được cải thiện đáng kể

và không có sự hình thành mô sẹo trong hệ thống RPB so với trong hệ thống GB Ngoài ra, cây con trong hệ thống RPB cho tỷ lệ sống sót cao (100%) cũng như khả năng sinh trưởng và phát triển tốt hơn so với những cây con trong hệ thống GB sau 8 tuần thích nghi ngoài vườn ươm

Từ khóa: chanh dây tím, lớp mỏng tế bào, ra rễ, sống sót, sự tái sinh chồi

1 MỞ ĐẦU

Chanh dây tím (Passiflora edulis Sims.) là một giống có giá trị kinh tế quan trọng nhất trong chi Passiflora (một chi lớn nhất trong họ Passifloraceae) Nó được trồng phổ

biến ở các vùng nhiệt đới hoặc cận nhiệt đới để cung cấp quả tươi hoặc làm nguyên liệu phục vụ cho ngành công nghiệp sản xuất nước giải khát Ngoài ra, lá của nó được

sử dụng phổ biến trong các vị thuốc dân gian ở Nam Mỹ để điều trị chứng nghiện rượu, các bệnh liên quan đến thần kinh như lo lắng, đau nửa đầu, hồi hộp và mất ngủ

[1] Giống như các loài chanh dây khác thuộc chi Passiﬂora thì chanh dây tím cũng có

thể được nhân giống bằng phương pháp truyền thống như gieo hạt, giâm cành, ghép

Trang 2

Cải thiện khả năng ra rễ in vitro và nâng cao tỷ lệ sống sót ngoài vườn ươm của cây chanh dây tím …

Tuy nhiên, cây con được tạo ra từ phương pháp trên không kiểm soát được mầm bệnh,

số lượng và chất lượng cây giống, Do đó, kỹ thuật vi nhân giống có thể hữu ích trong việc bảo tồn và nhân nhanh những giống cây trồng mang kiểu gen quý và tạo cây sạch

bệnh; trong đó có những loài thuộc chi Passiflora [2]

Vi nhân giống bao gồm 4 giai đoạn: thiết lập nguồn mẫu in vitro, nhân nhanh chồi, ra rễ in vitro và thích nghi của cây con ex vitro [3]; trong đó, hiệu quả của vi nhân giống phụ thuộc rất lớn vào số lượng chồi, tỷ lệ ra rễ in vitro và thuần hóa cây con

ngoài vườn ươm Hiện nay, những nghiên cứu trên đối tượng chanh dây, các nguồn mẫu đa dạng như đỉnh sinh trưởng, đốt thân, trụ dưới lá mầm, rễ và mẫu lá thường

được sử dụng làm vật liệu để tái sinh và nhân nhanh chồi in vitro [4-6] Theo nghiên

cứu của Lombardi và cộng sự (2007) cho thấy, mẫu rễ cho hiệu quả tái sinh chồi cao hơn mẫu lá, mẫu đốt thân; tuy nhiên, hệ số tái sinh chồi chỉ đạt 5,1 chồi/mẫu [4] Bên cạnh đó, một số nghiên cứu khác được thực hiện với mục đích tìm ra phương pháp tối

ưu cho sự ra rễ in vitro và nâng cao tỷ lệ sống ngoài vườn ươm; nhưng hiệu quả đạt

được vẫn còn thấp như nghiên cứu của Isutsa và cộng sự (2004) trên chanh dây tím đã báo cáo tỷ lệ ra rễ đạt 47%, số rễ/chồi là 1 và tỷ lệ sống sót là 32% [7] Kỹ thuật nuôi cấy lớp mỏng tế bào (TCL) đã phát triển trên 30 năm, được chứng minh là phương pháp tối ưu cho hiệu quả tái sinh chồi và ứng dụng thành công trên nhiều đối tượng cây trồng khác nhau như cây chuối, cây cam, cây dừa, cây măng cụt và cây cà chua [8, 9] Hiện nay, kỹ thuật này chưa được ứng dụng trên đối tượng chanh dây Vì vậy, nghiên

cứu cải thiện khả năng ra rễ in vitro và nâng cao tỷ lệ sống sót ngoài vườn ươm của cây

chanh dây tím có nguồn gốc từ nuôi cấy tTCL lá được thực hiện

2 VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP

2.1 Vật liệu

Nguồn mẫu

Lá thứ 3 (tính từ chồi đỉnh xuống) từ các chồi in vitro (1,5 tháng tuổi) của cây chanh dây tím (hiện có tại Phòng Sinh học Phân tử và Chọn tạo Giống cây trồng, Viện

Nghiên cứu Khoa học Tây Nguyên) được sử dụng làm nguồn mẫu trong nghiên cứu này

Giá thể xơ dừa

Xơ dừa (Công ty TNHH COCOGREEN, Việt Nam) được ngâm và rửa sạch với nước nhiều lần để loại bỏ chất chát (tanin và lignin), sau đó tiến hành hấp khử trùng và

sử dụng như là giá thể nuôi cấy thay thế cho agar trong nghiên cứu này

Hệ thống nuôi cấy

Trang 3

Hệ thống GB (chai thủy tinh 500 ml, 60 ml môi trường MSM (MS cải biên) [10],

30 g/l sucrose, 8 g/l agar và bổ sung 1-naphthaleneacetic acid (NAA) với các nồng độ khác nhau) và hệ thống RPB (hộp nhựa tròn 500 ml Đại Đồng Tiến (Việt Nam), thể tích môi trường MSM khác nhau, 30 g/l sucrose, 20 g xơ dừa và không bổ sung chất điều hòa sinh trưởng)

Môi trường nuôi cấy

Môi trường nuôi cấy in vitro được sử dụng trong nghiên cứu này là môi trường

MS [11] và MSM có bổ sung 30 g/l sucrose; agar và chất điều hòa sinh trưởng thực vật được bổ sung vào môi trường tùy thuộc vào mục đích thí nghiệm Môi trường được điều chỉnh về pH = 5,8 trước khi hấp khử trùng ở 121C, 1 atm trong 30 phút

2.2 Phương pháp

Tái sinh chồi thông qua kỹ thuật lớp mỏng tế bào

Lá được cắt thành những lớp mỏng theo chiều ngang (tTCL) với kích thước 10

mm x 2,5 mm Những tTCL lá này được nuôi cấy trên môi trường MS bổ sung 30 g/l sucrose, 8 g/l agar và Benzyladenine (BA), Kinetin (Kin) ở nồng độ khác nhau (0; 0,5; 1,0; 1,5 và 2,0 mg/l) hoặc Thidiazuron (TDZ) (0; 0,25; 0,5; 0,75 và 1,0 mg/l) nhằm xác

định loại và nồng độ cytokinin thích hợp cho khả năng tái sinh chồi in vitro Sau 8 tuần

nuôi cấy, tỷ lệ tái sinh chồi (%), số chồi/mẫu và chiều cao chồi (cm) được ghi nhận

Những chồi tách ra khỏi cụm chồi tái sinh từ tTCL lá (tối ưu ở thí nghiệm trên) được cấy chuyển sang môi trường MS bổ sung 0,5 mg/l BA và 0,5 mg/l Kin [12] để tăng sinh chồi

Ra rễ in vitro

Chồi in vitro (kích thước 2 cm) được nuôi cấy trong 2 hệ thống khác nhau, GB

có bổ sung NAA ở các nồng độ khác nhau (0; 0,5; 1,0; 1,5; 2,0; 2,5 và 3,0 mg/l) tùy theo từng nghiệm thức và RPB với các thể tích môi trường MSM khác nhau (20 ml; 40 ml và

60 ml) nhằm đánh giá khả năng ra rễ của 2 hệ thống này Sau 8 tuần nuôi cấy, tỷ lệ ra

rễ (%), số rễ/mẫu, chiều dài rễ (cm), chiều cao cây (cm), số lá/cây và chỉ số SPAD - tổng hàm lượng chlorophyll đo bằng máy SPAD-502 (Minolta Co., Ltd., Osaka, Japan) được ghi nhận

Thích nghi ngoài vườn ươm

Những cây con khỏe mạnh ở thí nghiệm ra rễ in vitro được chuyển ra điều kiện

ngoài vườn ươm nhằm đánh giá sự thích nghi và khả năng sinh trưởng

Cây con (10 cây/nghiệm thức) được lấy ra khỏi các hệ thống nuôi cấy và rửa lại nhiều lần bằng nước để loại bỏ giá thể trên bề mặt rễ Sau đó, cây con được trồng vào chậu nhựa chứa hỗn hợp đất và xơ dừa (tỷ lệ 1:1) vô trùng Trong 1 tuần đầu, cây con được giữ ẩm bằng cách che phủ kín bởi màng nhựa polyethylen Sau 1 tuần giữ ẩm,

Trang 4

cây con được chuyển ra nhà kính trong 7 tuần tiếp theo để thích nghi ở điều kiện ex

vitro Tỷ lệ sống sót (%), chiều cao cây (cm), số lá/cây, chiều rộng lá (cm) và chiều dài lá

(cm) được ghi nhận

2.3 Điều kiện nuôi cấy

Điều kiện in vitro: các bình nuôi cấy được đặt ở 25±2C, độ ẩm 55-60%, thời gian chiếu sáng 16 giờ/ngày với cường độ chiếu sáng 40-45 µmol.m–2.s–1 dưới ánh sáng huỳnh quang

Điều kiện ex vitro: nhiệt độ 18-25°C, độ ẩm trung bình 70-75% và sử dụng ánh

sáng tự nhiên có che sáng 40%

2.4 Xử lý số liệu

Thí nghiệm được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên, với 3 lần lặp lại Mỗi lần lặp lại cấy 20 bình/nghiệm thức với 3 mẫu/bình Các số liệu thu được xử lý bằng phần mềm Microsoft Excel® 2010 và phần mềm SPSS 20.0 với phép thử Duncan ở mức α = 0,05 [13]

3 KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

3.1 Ảnh hưởng của BA, Kin và TDZ lên khả năng tái sinh chồi từ tTCL lá

Cytokinin là một trong những chất điều hòa sinh trưởng thực vật chính tham gia vào việc điều khiển sự sinh trưởng và phát triển của chồi bất định và chúng đã cho

thấy hiệu quả trong việc cảm ứng phát sinh cơ quan ở chi Passiflora [14] Vì vậy, trong

nghiên cứu này BA, Kin và TDZ được sử dụng nhằm khảo sát ảnh hưởng của chúng lên khả năng tái sinh chồi từ tTCL lá Kết quả sau 8 tuần nuôi cấy cho thấy, BA tỏ ra hiệu quả hơn so với TDZ, Kin trong việc cảm ứng tái sinh chồi từ tTCL lá;ởtất cả các nồng độ của BA được sử dụng trong thí nghiệm đều cho tỷ lệ tái sinh chồi cao (lớn hơn 50%) và tỷ lệ tái sinh chồi đạt cao nhất (100%) tại nồng độ 1,0 mg/l BA Ngoài ra, số chồi/mẫu (4,00 chồi) và chiều cao chồi (1,53 cm) thu được cũng cao nhất ở nồng độ này (Bảng 1 và Hình 1a) Kết quả của nghiên cứu này tương tự như nghiên cứu của Ragavendran và cộng sự (2012); Otoni và cộng sự (2013), nhóm tác giả cho thấy rằng so với TDZ và Kin thì BA cho hiệu quả hơn trong việc tái sinh chồi từ các nguồn mẫu

khác nhau của các giống chanh dây thuộc chi Passiflora [15, 16] Cũng trên nguồn mẫu

lá (đĩa lá có đường kính 5 mm) của Passiflora cincinnata Mast., ở nồng độ 1,0 mg/l BA

cho tỷ lệ tái sinh chồi (41,33%) và số chồi/mẫu (2,32 chồi) [4] Trong khi đó, mẫu tTCL

lá có kích thước (10 mm x 2,5 mm), cho tỷ lệ tái sinh chồi (100%) và số chồi/mẫu (4,0 chồi) (Bảng 1) Ngoài mẫu lá, BA cũng cho hiệu quả tái sinh chồi từ mẫu trụ dưới lá

mầm của P setacea được nuôi cấy dưới điều kiện chiếu sáng 16 giờ [14]

Trang 5

Bảng 1 Ảnh hưởng của BA, Kin và TDZ trong môi trường MS lên khả năng tái sinh chồi từ

tTCL lá sau 8 tuần nuôi cấy

BA

(mg/l)

Kin

(mg/l)

TDZ (mg/l)

Tỷ lệ tái sinh chồi (%)

Số chồi/mẫu Chiều cao chồi

(cm)

*Những chữ cái khác nhau trên cùng 1 cột thể hiện sự khác biệt có ý nghĩa thống kê ở α = 0,05 theo phép thử Duncan

Chồi thu được từ sự tái sinh chồi tTCL lá được cấy chuyển sang môi trường MS

bổ sung 0,5 mg/l BA và 0,5 mg/l Kin nhằm tăng sinh số chồi và gia tăng chiều cao chồi Sau 8 tuần nuôi cấy, các chồi có kích thước khoảng 2 cm (Hình 1b) được sử dụng làm vật liệu cho thí nghiệm ra rễ

3.2 Sự ra rễ in vitro

Loại và nồng độ của auxin có ảnh hưởng đáng kể đến sự hình thành rễ Auxin không chỉ cần thiết cho giai đoạn sớm của sự hình thành rễ mà còn có hiệu quả cho sự phát triển của rễ mới [17] Vì vậy, ở giai đoạn ra rễ, auxin thường được bổ sung vào môi trường nuôi cấy Trong nghiên cứu này, NAA cũng đóng vai trò quan trọng cho

sự hình thành rễ in vitro của chồi chanh dây tím được nuôi cấy trong hệ thống GB Kết

quả ở bảng 2 cho thấy, NAA ở nồng độ 2,5 mg/l cho tỷ lệ ra rễ (67,67%), số rễ/chồi (4,33 rễ) là cao nhất Khi tăng nồng độ NAA (lớn hơn 2,5 mg/l) thì tỷ lệ ra rễ giảm Isutsa và cộng sự (2004) nghiên cứu sự ra rễ của chồi (có nguồn gốc từ chồi đỉnh) chanh dây tím cho thấy, tỷ lệ ra rễ (47%), số rễ/chồi (1 rễ) quan sát được ở nồng độ 4,0 mg/l NAA [7] Trong khi đó, Mukasa và cộng sự (2016) cho rằng, sự ra rễ của chồi (có nguồn gốc từ mẫu đốt thân) thu được số rễ/chồi (2,5 rễ) tại nồng độ 3,0 mg/l NAA [18] Như vậy, kết quả của nghiên cứu này tương đồng với các nghiên cứu khác trước đây, NAA (nồng

độ thích hợp khác nhau) có tác dụng hiệu quả lên quá trình ra rễ in vitro của những

chồi có nguồn gốc từ các nguồn mẫu khác nhau của cây chanh dây tím Hơn nữa, khi

quan sát cây con in vitro trong hệ thống này cho thấy, khối mô sẹo hình thành ở phần

Trang 6

gốc của cây con (Hình 1c) Hiện tượng này cũng quan sát được trong nghiên cứu của

Jafari và cộng sự (2017) trên đối tượng Passiflora caerulea L khi IBA được bổ sung ở

nồng độ cao [19]

Bảng 2 Ảnh hưởng của NAA lên khả năng ra rễ in vitro trong hệ thống GB sau 8 tuần nuôi cấy

NAA

(mg/l)

Tỷ lệ

ra rễ

(%)

Số rễ/ chồi

Chiều dài

rễ (cm)

Chiều cao chồi (cm)

Số lá/chồi

Chiều dài lá (cm)

Chiều rộng

lá (cm)

SPAD

0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

0,00g* 0,00e 0,00f 2,00f 3,33d 2,07e 0,93f 31,70b 25,00f 1,00d 0,33e 2,57e 4,00cd 2,13de 1,07ef 26,50d 30,00e 2,33c 0,47e 2,63e 4,33c 2,17de 1,27d 24,80e 38,33d 3,33b 0,83d 2,93d 4,67c 2,27d 1,10e 23,07f 50,00c 3,00bc 1,93c 3,50c 6,00b 2,53c 1,47c 14,83g

66,67 a 4,33 a 2,83b 3,80b 6,33b 2,97b 2,03b 35,57 a

58,33b 2,33c 3,12a 4,67a 7,33a 3,43a 2,40a 29,73c

Trong thí nghiệm này, ngoài việc sử dụng hệ thống GB để nghiên cứu sự ra rễ

thì hệ thống RPB cũng được tiến hành nhằm đánh giá khả năng ra rễ của chồi in vitro

Kết quả sau 8 tuần cho thấy, chồi được nuôi cấy trong hệ thống RPB với 20 ml môi trường MSM cho tỷ lệ ra rễ (88,33%), số rễ/chồi (5,33 rễ), chiều dài rễ (3,40 cm), chiều cao chồi (4,17 cm), số lá/chồi (7,33 lá), chiều dài lá (2,87 cm), chiều rộng lá (1,63cm) và chỉ số SPAD (37,03) là cao nhất (Bảng 3 và Hình 1d, e) Khi tăng thể tích môi trường nuôi cấy thì tỷ lệ ra rễ giảm Thể tích môi trường lớn (60 ml) làm cho giá thể trở nên không thoáng khí, dẫn đến giảm khả năng hô hấp, trao đổi khí giữa chồi với môi trường nuôi cấy, tác động tiêu cực đến sự hình thành rễ của chồi; trong khi đó, với thể tích môi trường ít hơn (20 ml), giá thể trở nên thoáng khí hơn, điều này làm tăng cường khả năng hô hấp, trao đổi khí giữa chồi với môi trường nuôi cấy, kích thích sự hình thành rễ Yu và cộng sự (2000) cho rằng, sự thoáng khí của môi trường ra rễ là một yếu

tố quan trọng trong sự hình thành rễ và nếu sự thoáng khí của môi trường không tốt có thể là lý do làm giảm khả năng cảm ứng hình thành rễ, cũng như giảm chất lượng của

rễ hoặc mất chức năng rễ [20]

Trang 7

Bảng 3 Ra rễ in vitro trong hệ thống RPB với các thể tích môi trường MSM khác nhau

sau 8 tuần nuôi cấy

Thể tích

môi trường

(ml)

Tỷ lệ ra

rễ (%)

Số rễ/chồi

Chiều dài rễ (cm)

Chiều cao chồi (cm)

Số lá/chồi

Chiều dài lá (cm)

Chiều rộng

lá (cm)

SPAD

20 88,33 a * 5,33 a 3,40 a 4,17 a 7,33 a 2,87 a 1,63 a 37,03 a

40 53,33b 1,67b 2,90b 2,83b 4,67b 1,73b 0,63b 34,70b

60 18,33c 1,33b 0,23c 2,67b 2,33c 1,53b 0,43c 12,70c

Khi so sánh sự hình thành rễ của chồi in vitro trong 2 hệ thống với cùng thể tích

60 ml môi trường MSM và không bổ sung chất điều hòa sinh trưởng, kết quả cho thấy chồi được nuôi cấy trong hệ thống GB không hình thành rễ; trong khi ở hệ thống RPB, chồi lại hình thành rễ (Bảng 2, 3) Đặc biệt, khi quan sát sự cảm ứng hình thành rễ của chồi ở hệ thống RPB cho thấy không xuất hiện khối mô sẹo (Hình 1e) Như vậy, kết quả của nghiên cứu này đã chứng minh rằng sự cảm ứng ra rễ khác nhau bị tác động bởi các giá thể khác nhau (agar và xơ dừa) Theo nghiên cứu Gabriel và cộng sự (2002),

chồi của Pyrus ‘Bartlett’ và ‘OH x F97’ không tạo ra rễ thứ cấp khi được nuôi cấy trên

giá thể agar trong khi cả hai loài này có thể hình thành rễ trên giá thể vermiculite với tần số lần lượt là 31,07% và 53,61% [21] Zimmerman và Broome (1989) báo cáo rằng,

hiệu quả ra rễ in vitro cao khi chồi được nuôi cấy trên giá thể vermiculite hoặc hỗn hợp

vermiculite và perlite so với giá thể agar ở các giống táo khác nhau [22] Tương tự, Hutchinson (1984), cũng thu được tỷ lệ ra rễ cao đáng kể của giống táo ‘Northern Spy’ khi chồi nuôi cấy trên giá thể cát thô và perlite [23]

Thoáng khí thường là vấn đề chính đối với rễ được nuôi cấy trên môi trường có

bổ sung agar [24] Các hạt mịn của agar trong môi trường nuôi cấy có xu hướng làm giảm khả năng thoáng khí của môi trường và có các tác động tiêu cực đến quá trình tạo

rễ in vitro [25] Vì vậy, để tăng cường cảm ứng rễ của chồi in vitro, cần sử dụng giá thể

thoáng khí thích hợp cho quá trình hình thành rễ Kirdmanee và cộng sự (1995; 1999) cho rằng, sự thoáng khí của giá thể vermiculite cao hơn giá thể agar và gelrite nên chồi của cây bạch đàn cho số lượng rễ chính nhiều hơn khi được nuôi cấy trên giá thể vermiculite so với giá thể agar và gelrite [26, 27] Những phát hiện của các nghiên cứu trước đây cũng như kết quả của nghiên cứu này cho thấy rằng, việc lựa chọn giá thể như vermiculite; hỗn hợp vermiculite và perlite; giá thể xơ dừa có khả năng thoáng khí

tốt hơn là điều cần thiết cho sự hình thành rễ in vitro

Kết quả nghiên cứu trong giai đoạn ra rễ in vitro cho thấy, chồi được nuôi cấy

trong hệ thống RPB với 20 ml môi trường MSM cho hiệu quả ra rễ cao hơn so với chồi

Trang 8

được nuôi cấy trong hệ thống GB với 60 ml môi trường MSM, bổ sung NAA và chất lượng rễ cũng được cải thiện tốt hơn như rễ không hình thành mô sẹo Mặt khác, sử dụng xơ dừa làm giá thể (trong hệ thống RPB) thay cho agar (trong hệ thống GB) ở giai

đoạn ra rễ in vitro có thể giảm được chi phí sản xuất do giảm 2/3 thể tích môi trường

nuôi cấy cũng như không sử dụng NAA và giá thành xơ dừa (8.000 đồng/1 kg) thấp hơn nhiều so với giá của agar (450.000 đồng/1 kg, Việt Nam)

3.3 Thích nghi ngoài vườn ươm

Mục tiêu cuối cùng của vi nhân giống cây trồng là thu được số lượng lớn cây con trong một khoảng thời gian ngắn với tỷ lệ sống sót cao ngoài vườn ươm Vì vậy, trong nghiên cứu này tất cả các cây con trong 2 hệ thống được trồng ra ngoài vườn ươm nhằm đánh giá khả năng thích nghi và sống sót của chúng Trước khi cây con được chuyển trực tiếp ra ngoài vườn ươm, cây con được phủ kín bằng màng nhựa polyethylen trong 1 tuần (Hình 1f) nhằm giảm sự mất nước sau khi trồng trong chậu nhựa chứa hỗn hợp xơ dừa:đất (1:1) Sau 7 tuần tiếp theo trồng ra ngoài vườn ươm kết quả cho thấy, cây con trong hệ thống RPB với 20 ml môi trường MSM cho tỷ lệ sống sót ngoài vườn ươm đạt cao nhất (100%) Đồng thời, cây con sinh trưởng tốt và khỏe mạnh thông qua các chỉ tiêu như chiều cao cây (17,50 cm), số lá/cây (15,33 lá) và chiều rộng lá (3,73 cm) (Bảng 4 và Hình 1g) Trong khi đó, cây con trong hệ thống GB có bổ sung NAA ở nồng độ khác nhau cho tỷ lệ sống sót ngoài vườn ươm đều không cao và cao nhất chỉ đạt 66,67% ở nghiệm thức bổ sung 2,5 mg/l NAA (Bảng 4) Như vậy, kết quả trong nghiên cứu này cho thấy sự hình thành mô sẹo ở phần gốc của cây con làm giảm khả năng sống sót khi trồng ở giai đoạn ngoài vườn ươm (do giảm sự kết nối các mạch dẫn giữa rễ và chồi, ngăn chặn sự hấp thụ nước và chất dinh dưỡng trong môi trường)

và điều này phù hợp với nghiên cứu của Kollemeier và cộng sự (2000) về sự ra rễ và kéo dài rễ của cây ngô [28]

Bảng 4 Khả năng thích nghi và sinh trưởng của cây con trong 2 hệ thống ở điều kiện vườn ươm

sau 8 tuần

Nghiệm thức

Tỷ lệ sống (%)

Chiều cao cây (cm)

Số lá/cây

Chiều dài

lá (cm)

Chiều rộng

lá (cm)

NAA

(mg/l)

Thể tích

môi

trường

(ml)

0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

Trang 9

-

Hình 1 Vi nhân giống cây chanh dây tím có nguồn gốc từ nuôi cấy tTCL lá

a Chồi tái sinh từ tTCL lá trên môi trường MS bổ sung 1 mg/l BA sau 8 tuần;

b Nhân nhanh chồi trên môi trường MS bổ sung 0,5 mg/l BA và 0,5 mg/l Kin sau 8 tuần;

c Rễ hình thành trong hệ thống GB có bổ sung 2,5 mg/l NAA sau 8 tuần;

d, e Rễ hình thành trong hệ thống RPB với 20ml môi trường MSM sau 8 tuần;

Trang 10

f Cây con trong 2 hệ thống được phủ kín bằng màng nhựa polyethylen để giữ ẩm trong 1 tuần;

g Cây con thích nghi ngoài vườn ươm sau 7 tuần tiếp theo

(bên trái: cây con trong hệ thống RPB với 20ml môi trường MSM; bên phải: cây con trong hệ

thống GB có bổ sung 2,5 mg/l NAA)

4 KẾT LUẬN

Kết quả của nghiên cứu này cho thấy, tTCL lá được nuôi cấy trên môi trường

MS chứa 30 g/l sucrose, 8 g/l agar và 1 mg/l BA, cho hiệu quả tái sinh chồi cao hơn so với tTCL lá được nuôi cấy trên môi trường MS có bổ sung Kin và TDZ Sử dụng hệ thống nuôi cấy RPB với 20 ml môi trường MSM là thích hợp hơn cho việc cảm ứng hình thành rễ của chồi có nguồn gốc từ tTCL lá so với hệ thống GB có bổ sung NAA; cũng như khắc phục được hiện tượng hình thành khối mô sẹo ở rễ; tăng khả năng thích nghi, cải thiện tỷ lệ sống sót của cây con và cây con sinh trưởng mạnh ở điều kiện vườn ươm

LỜI CẢM ƠN

Nghiên cứu này được hỗ trợ bởi Phòng Sinh học Phân tử và Chọn tạo Giống cây trồng, Viện Nghiên cứu Khoa học Tây Nguyên

TÀI LIỆU THAM KHẢO

[1] H Li, P Zhou, Q Yang, Y Shen, J Deng, L Li, D Zhao (2011) Comparative studies on

anxiolytic activities and flavonoid compositions of Passiflora edulis ‘edulis’ and Passiflora edulis ‘flavicarpa’, Journal of Ethnopharmacology, 133(3), pp 1085-1090

[2] Y S Huh, J K Lee, S Y Nam (2017) Effect of plant growth regulators and antioxidants on

in vitro plant regeneration and callus induction from leaf explants of purple passion fruit (Passiflora edulis Sims.), Journal of Plant Biotechnology, 44(3), pp 335-342

[3] E F George, P C Debergh (2008) Micropropagation: uses and methods In: E F George, M

A Hall, G J De Klerk (eds) Plant propagation by tissue culture, Springer, Dordrecht, The

Netherlands, pp 29-64

[4] S P Lombardi, I R da Silva Passos, M C S Nogueira, B A da Glória (2007) In vitro shoot regeneration from roots and leaf discs of Passiflora cincinnata Mast., Brazilian Archives of Biology and Technology, 50(2), pp 239-247

[5] S Prammanee, S Thumjamras, P Chiemsombat, N Pipattanawong (2011) Efﬁcient shoot regeneration from direct apical meristem tissue to produce virus-free purple passion fruit

plants, Crop Protection, 30(11), pp 1425-1429

Định dạng
Số trang	14
Dung lượng	765,06 KB