Sử dụng tảo Chlorella sp. để xử lý nước thải ao nuôi cá Tra trong điều kiện phòng thí nghiệm

Các loài thủy sản nước ngọt như: cá tra, cá trê, cá sặc rằn,… được nuôi với số lượng rất lớn và nước thải từ các ao nuôi này chứa hàm lượng dinh dưỡng rất cao khi thải ra sông rạch mà kh

NGUYỄN HÂN NHI

LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP ĐẠI HỌC CHUYÊN NGÀNH KHOA HỌC MÔI TRƯỜNG

SỬ DỤNG TẢO CHLORELLA SP

ĐỂ XỬ LÝ NƯỚC THẢI AO NUÔI CÁ TRA TRONG ĐIỀU KIỆN PHÕNG THÍ NGHIỆM

CÁN BỘ HƯỚNG DẪN TRẦN CHẤN BẮC

Cần Thơ, 2012

Ket-noi.com

XÁC NHẬN LUẬN VĂN CỦA HỘI ĐỒNG

Luận văn kèm theo đây, với tựa đề tài là “Sử dụng tảo Chlorella sp để xử lý

nước thải ao nuôi cá tra trong điều kiện phòng thí nghiệm”, do Nguyễn Hân Nhi

thực hiện và báo cáo đã được hội đồng luận văn thông qua

Ths Trần Chấn Bắc

TS Nguyễn Văn Công Ths Nguyễn Thị Như Ngọc

LỜI CẢM TẠ

…….

Xin tỏ lòng biết ơn sâu sắc đến:

 Thầy Trần Chấn Bắc đã nhiệt tình hướng dẫn và giúp đỡ cho em trong suốt quá trình thực hiện luận văn tốt nghiệp

 Cố vấn học tập cô Trương Thị Nga đã hết lòng giúp đỡ để em có thể hoàn thành chương trình đào tạo trong 4 năm học

 Thầy Nguyễn Văn Công và cô Nguyễn Thị Như Ngọc đã chia sẽ những ý kiến để đề tài của em được hoàn chỉnh hơn

Xin chân thành cảm ơn:

 Quý Thầy Cô Bộ Môn Khoa Học Môi Trường – Khoa Môi Trường & Tài Nguyên Thiên Nhiên – Trường Đại Học Cần Thơ đã tận tình truyền đạt kiến thức cho em trong 4 năm học tại trường và tạo mọi điều kiện cho em thực hiện đề tài

 Xin trân trọng ghi nhớ sự nhiệt tình, cảm thông và giúp đỡ của tất cả các bạn lớp Khoa Học Môi Trường khóa 34 trong suốt thời gian cùng ngồi chung giảng đường đại học

 Cuối cùng, xin cảm ơn gia đình tôi đã tạo mọi điều kiện để tôi được học tập trong khoa Môi Trường và Tài Nguyên Thiên Nhiên, đồng thời ủng hộ tôi về vật chất cũng như động viên về tinh thần để tôi có thể hoàn thành luận văn

tốt nghiệp

Xin chân thành cảm ơn!

Nguyễn Hân Nhi

TÓM LƢỢC

Đề tài “Sử dụng tảo Chlorella sp để xử lý nước thải ao nuôi cá tra trong điều

kiện phòng thí nghiệm” được thực hiện từ tháng 12 năm 2011 đến cuối tháng 04 năm 2012 tại phòng thí nghiệm thuộc khoa Môi Trường và Tài Nguyên Thiên Nhiên trường đại học Cần Thơ Nước thải cá tra được lấy trực tiếp từ ao nuôi của nhà ông Trương Văn Bình số nhà 62/4 tổ 4 khu vực Bình Yên B, Quận Bình Thủy, Thành phố Cần Thơ để làm thí nghiệm Thí nghiệm được bố trí với 6 nghiệm thức, trong đó 2 nghiệm thức chứa nước thải ao nuôi cá tra với tỉ lệ 75%, 100%, hai nghiệm thức nước thải khác chứa 100% nước thải nhưng một nghiệm thức được lọc loại bỏ tảo, một nghiệm thức nước thải loại bỏ tảo mang đun sôi, một nghiệm thức đối chứng, một nghiệm thức nuôi trong môi trường Wanle

Theo dõi trong 10 ngày đo đạc các chỉ tiêu: nhiệt độ, pH, DO mỗi ngày, thu mẫu phân tích các chỉ tiêu: N-NO3-, N-NH4+, P-PO43-, Chlorophyll_a với chu kì theo các ngày 1, 3, 5, 7, 9 Việc bố trí các tỉ lệ nước thải khác nhau nhằm tìm ra tỉ lệ nước thải cho tảo phát triển và hấp thu dinh dưỡng tốt nhất

Kết quả cho thấy nghiệm thức chứa 100% nước thải có tảo sau 3 ngày tăng trưởng đã đạt được giá trị sinh khối cao nhất và hàm lượng dinh dưỡng của nước thải được tảo hấp thụ tốt nhất trong thời gian này Tuy nhiên giá trị đạt sinh khối cao nhất trong thí nghiệm là nghiệm thức tảo nuôi trong môi trường wanle

MỤC LỤC



XÁC NHẬN LUẬN VĂN CỦA HỘI ĐỒNG i

LỜI CẢM TẠ ii

TÓM LƯỢC iii

MỤC LỤC iv

DANH SÁCH BẢNG vi

DANH SÁCH HÌNH vii

I MỞ ĐẦU 1

II LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU 3

2.1 Tổng quan về Chlorella 3

2.1.1 Đặc điểm phân loại 3

2.1.2 Hình thái cấu tạo 3

2.1.3 Thành phần hóa học của Chlorella 3

2.1.4 Một số đặc tính của tảo chlorella 4

2.1.5 Sinh sản 5

2.1.6 Một số yếu tố ảnh hưởng đến sinh trưởng và phát triển của tảo 6

2.1.7 Khả năng sử dụng tảo Chlorella 9

2.1.8 Ứng dụng tảo Chlorella 10

2.1.9 Công nghệ nuôi tảo Chlorella trên thế giới 11

2.2 Tổng quan về nước thải cá tra 11

2.2.1 Một số nguyên nhân gây ô nhiễm nguồn nước từ việc nuôi cá tra 11

2.2.2 Biến động môi trường nước trong hệ thống nuôi cá tra thâm canh 12

III PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 14

3.1 Thời gian địa điểm nghiên cứu 14

3.1.1 Thời gian 14

3.1.2 Địa điểm 14

3.2 Phương tiện nghiên cứu 14

3.2.1 Dụng cụ 14

3.2.2 Hóa chất 14

3.2.3 Nguồn giống 14

3.3 Phương pháp nghiên cứu 14

3.3.1 Chuẩn bị thí nghiệm 14

3.3.2 Nguồn nước thải và cách xử ký 15

3.3.3 Bố trí thí nghiệm 15

3.3.4 Thu mẫu 16

3.3.5 Phương pháp phân tích 16

3.3.6 Xử lý số liệu 18

IV KẾT QUẢ- THẢO LUẬN 19

4.1 Sự biến động của nhiệt độ, pH, DO theo thời gian 19

4.1.1 Sự biến động của nhiệt độ 19

4.1.2 Sự biến động của pH theo thời gian 20

4.1.3 Sự biến động của DO theo thời gian 23

4.2 Sự biến động các chỉ tiêu N-NO3, N-NH4+, P-PO43- 25

4.2.1 Sự biến động của chỉ tiêu N-NO3- 25

4.2.2 Sự biến động của chỉ tiêu N-NH4+ 29

4.2.3 Sự biến động của chỉ tiêu P-PO43- 31

4.3 Sự biến động của mật độ tảo và sinh khối tảo theo thời gian 33

4.3.1 Sự biến động của mật độ tảo 33

4.3.2 Sự biến động của sinh khối tảo 36

IV KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT 39

5.1 Kết luận 39

5.2 Đề xuất 39

TÀI LIỆU THAM KHẢO

PHỤ LỤC

DANH SÁCH BẢNG

Trang

Bảng 2.1 Thành phần hóa học của Chlorella 4

Bảng 4.1 Sự biến động nhiệt độ của các nghiệm thức (TB) 19

Bảng 4.2 Sự biến động pH của các nghiệm thức (TB) 20

Bảng 4.3 Sự biến động DO (mg/L) của các nghiệm thức (TB) 23

Bảng 4.4 Sự biến động chỉ tiêu NO3- (mg/L) của các nghiệm thức 26

Bảng 4.5: Sự biến động chỉ tiêu NH4+ (mg/L) của các nghiệm thức 29

Bảng 4.6: Sự biến động chỉ tiêu PO43- (mg/L) của các nghiệm thức 31

DANH SÁCH HÌNH

Trang

Hình 2.1: Hình thái cấu tạo của Chlorella 3

Hình 2.1: Các giai đoạn phát triển của tảo (Coutteau, 1996) 6

Hình 3.1: Sơ đồ bố trí thí nghiệm 15

Hình 4.1: Sự biến động của mật độ tảo 33

Hình 4.2: Chu trình oxy và sản xuất tảo trong nước thải 34

Hình 4.3: Sự biến động của sinh khối tảo 36

CHƯƠNG I

MỞ ĐẦU

Ngày nay, để đáp ứng nhu cầu về nguyên vật liệu cũng như nguồn thực phẩm cho con người, hàng loạt các ngành công nghiệp, nông nghiệp, nuôi trồng và chế biến thủy sản,… đã phát triển một cách nhanh chóng Trong đó, ngành nuôi trồng

và chế biến thủy sản đang phát triển rất mạnh ở vùng đồng bằng sông Cửu Long và

đã có những đóng góp quan trọng trong tăng trưởng kinh tế của vùng Các loài thủy sản nước ngọt như: cá tra, cá trê, cá sặc rằn,… được nuôi với số lượng rất lớn và nước thải từ các ao nuôi này chứa hàm lượng dinh dưỡng rất cao khi thải ra sông rạch mà không qua xử lý sẽ gây ô nhiễm môi trường nước một cách trầm trọng, ảnh hưởng đến sự đa dạng sinh học của các thủy vực, gây mất cân bằng sinh thái, ảnh hưởng đến đời sống và sức khỏe con người

Vấn đề đặt ra là phải tìm những biện pháp xử lý nguồn nước thải này một cách

có hiệu quả nhất Bên cạnh các phương pháp xử lý: lý học, hóa học, thì phương pháp sinh học là biện pháp có chi phí xử lý thấp, đạt hiệu quả cao và cải thiện được môi trường, như việc nghiên cứu sử dụng tảo Spirulina để xử lý nước thải từ các ao nuôi cá trê, cá sặc rằn của những đề tài trước được thực hiện rất thành công

Trong những thập niên gần đây cùng với sự nổi bật của tảo Spirulina về vấn đề

xử lý nước thải và thu sinh khối, tảo Chlorella cũng đang được sự quan tâm nghiên

cứu của các nhà khoa học Một số đề tài nghiên cứu sử dụng Chlorella để xử lý nước thải từ hầm ủ Biogas và những công trình nuôi Chlorella để thu sinh khối với

kỹ thuật nuôi đơn giản và ít tốn kém đã được thực hiện rất thành công Vì Chlorella

là loài tảo giàu protein, vitamin (A, C, B2, B6,…) và các khoáng chất (phosphor, canxi, kẽm, iod, magie, sắt, đồng,…) nên được dùng làm thực phẩm, dược phẩm,

mỹ phẩm phục vụ cho con người (Trần Đình Toại và Châu Văn Minh, 2005)

Để góp phần thúc đẩy thế mạnh của tảo Chlorella ở nhiều lĩnh vực khác, đặc

biệt là trong xử lý nước thải thủy sản Đề tài “Sử dụng tảo Chlorella sp để xử lý

nước thải ao nuôi cá tra trong điều kiện phòng thí nghiệm” được thực hiện

* Mục tiêu tổng quát:

Đánh giá khả năng xử lý nước thải ao cá tra của tảo Chlorella sp

* Mục tiêu cụ thể:

- Xác định sinh khối tảo và tìm ra tỷ lệ nước thải thích hợp để Chlorella sp

phát triển đạt sinh khối tối ưu nhất

- Phân tích các chỉ tiêu lý, hóa nhằm đánh giá khả năng hấp thu chất dinh dưỡng của tảo

* Nội dung thực hiện:

- Nhân giống tảo Chlorella sp

- Tiến hành nuôi tảo Chlorella sp trên 6 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức được

bố trí với 3 lần lặp lại

- Tiến hành thu mẫu: khảo sát mật độ tảo, sinh khối tảo

- Phân tích các chỉ tiêu nhiệt độ, pH, DO, N-NO3-, N-NH4+, P-PO43-

CHƯƠNG II LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU 2.1 Tổng quan về tảo Chlorella

Tảo Chlorella là một trong những loài tảo được phân loại đầu tiên từ năm

1980, trong tự nhiên chúng phân bố ở cả thủy vực nước ngọt và nước lợ Chlorella

là loài tảo có giá trị dinh dưỡng cao thường được sử dụng làm thực phẩm cho con

người, trong nuôi trồng thủy sản và chăn nuôi

2.1.1 Đặc điểm phân loại

Theo Bold và Wyne (1978)( trích bởi Sharma, 1998) tảo Chlorella được phân loại như sau:

2.1.2 Hình thái, cấu tạo

Chlorella là loại tảo đơn bào không có tiêm mao, không có không bào co rút nhưng có nhân nằm ở giữa, không có khả năng di chuyển chủ động Tế bào có dạng hình oval Kích cở tế bào từ 2 - 10 µm tùy theo điều kiện môi trường và điều kiện phát triển, tế bào có vách cellulose bao bọc, tế bào lục lạp có dạng hình chén và có một hạt tạo tinh bột, một vài loài không có hạt tạo tinh bột Tảo chịu được những tác động cơ học nhẹ Sự thay đổi của các điều kiện môi trường như ánh sáng, nhiệt

độ, thành phần các chất hóa học trong môi trường sẽ ảnh hưởng đến hình thái và chất lượng tế bào tảo (Trần Văn Vỹ, 1995)

Hình 2.1: Hình thái cấu tạo của Chlorella

2.1.3 Thành phần hóa học của Chlorella

Theo Trần Đình Toại và Châu Văn Minh (2005) Chlorella rất giàu protein, vitamin và các khoáng chất Các protein của loài tảo này có chứa tất cả các amino acid cần thiết cho nhu cầu dinh dưỡng của người và động vật

Rất nhiều vitamin có trong thành của Chlorella pyrenoidosa như: Vitamin C,

tiền vitamin A (β caroten), riboflavin (B2), pyridoxine (B6), niacin (vitamin PP), axit panthothenic (vitamin B3), axit folic (vitamin B9), vitamin B12, biotin (vitamin H),

choline, vitamin K, axit lipoic và inositol Các nguyên tố khoáng ở Chlorella

pyrenoidosa gồm có: Phosphor, canxi, Kẽm, iod, Magie, sắt và đồng

Ngoài hàm lượng cao các vitamin, amino axit, peptit, protein, đường và axit

nucleic Chlorella pyrenoidosa có chứa một chất tan trong nước được gọi là yếu tố sinh trưởng Chlorella (CFG) CFG chiếm khoảng 5% trọng lượng khô của Chlorella

pyrenoidosa, là một hợp chất gồm các amino axit, protein và axit nucleic mà người

ta cho rằng nó có nguồn gốc từ nhân của tảo

Bảng 2.1 Thành phần hóa học của Chlorella

(Theo Trần Đình Toại và Châu Văn Minh, 2005)

2.1.4 Một số đặc tính của tảo Chlorella

Tảo Chlorella có những đặc điểm sau :

- Sinh sản vô tính, tốc độ sinh sản nhanh

- Điều kiện sống tối ưu: nhiều ánh sáng, nhiệt độ cao, môi trường có tính kiềm

và không khí sạch

- Có xu hướng chìm xuống đáy nước

- Có diệp lục, do đó tảo là sinh vật tự dưỡng

- Hiệu quả quang hợp là 8%

- Không bị virut tấn công, môi trường nuôi cấy đơn giản

2.1.5 Sinh sản

Dưới những điều kiện sống tối ưu: nhiều ánh sáng, nước trong và không khí sạch Chlorella sinh sản với tốc độ vô cùng lớn Quá trình sinh sản nói chung được chia thành nhiều bước: Sinh trưởng - trưởng thành - thành thục - phân chia (Trần Đình Toại và Châu Văn Minh, 2005)

Tảo Chlorella sinh sản nhanh, trong 3 giờ có khả năng gấp đôi mật độ Tảo Chlorella không có hiện tượng sinh sản hữu tính Quá trình sinh sản được hình thành nhờ sự hình thành trong cơ thể mẹ các bào tử Tùy theo loài tảo và điều kiện môi trường mà số lượng các loại bào tử có thể là 2, 4, 6, 8, 16, 32 (thậm chí có trường hợp tạo ra 64 tự bào tử ) sau khi kết thúc sự phân chia, bào tử tự tách khỏi cơ thể mẹ bằng cách phá hoại màng tế bào cơ thể mẹ Các tế bào này lớn lên và phát triển đến giai đoạn chín sinh dục, toàn bộ chu trình lập lại từ đầu (Trần Văn Vỹ, 1995)

a Vòng đời của tảo Chlorella

Theo Tamiya (1963)(trích bởi Sharma, 1998) vòng đời của tảo Chlorella chia thành 4 giai đoạn:

- Giai đoạn tăng trưởng: ở giai đoạn này các tự bào tử sẽ tăng nhanh về kích thước nhờ sản phẩm sinh tổng hợp

- Giai đoạn bắt đầu chín: tế bào mẹ bắt đầu quá trình phân chia

- Giai đoạn chín mùi: tế bào nhân lên trong điều kiện có ánh sáng hoặc trong bóng tối

- Giai đoạn phân cắt: tế bào mẹ bị phá vỡ ra, các tự bào tử được phóng thích ra ngoài

b Sự phát triển của quần thể tảo

Trong điều kiện nuôi với chất dinh dưỡng thích hợp, sự phát triển của quần thể tảo trải qua 5 giai đoạn (Countteau,1996) ( Hình 2.1)

- Giai đoạn đầu:

Là giai đoạn bắt đầu nuôi cấy Ở giai đoạn này các tế bào tảo lớn lên về kích thước nhưng không có sự phân chia nên mật độ tế bào không tăng lên hoặc tăng rất

ít Đây là giai đoạn mà sự trao đổi chất của tế bào sẽ thích nghi với các điều kiện vật

lý của môi trường để phát triển, sự tăng lên của enzyme và trao đổi chất bao gồm sự phân chia tế bào và cố định carbon Thời gian giai đoạn này nhanh hay chậm tùy thuộc vào nguồn tảo giống và thành phần môi trường, pha này sẽ không xảy ra nếu tảo giống sử dụng để nuôi cấy đang ở pha tăng trưởng nhanh

- Giai đoạn tăng trưởng nhanh:

Đây là giai đoạn tế bào phân chia nhanh chóng Tốc độ này phụ thuộc vào điều kiện môi trường như dinh dưỡng, ánh sáng,… ở giai đoạn này mật độ tảo sẽ phát triển theo phương trình sau:

C 1 = C 0 e mt

Với C1, Co là mật độ tảo tại thời điểm t và 0

m: tốc độ phát triển đặc trưng Tốc độ này phụ thuộc vào loài tảo, cường độ ánh sáng và nhiệt độ

- Giai đoạn tăng trưởng chậm:

Ở giai đoạn này tốc độ của tảo giảm dần khi các điều kiện về dinh dưỡng, ánh sáng, pH, CO2,… trở thành những yếu tố giới hạn Giai đoạn này sẽ xảy ra nhanh chóng với sự cân bằng bằng của tốc độ phát triển và những yếu tố hạn chế, lúc này

sự phát triển của tảo sẽ bước vào giai đoạn cân bằng

- Giai đoạn cố định (cân bằng):

Là giai đoạn mật độ tảo không đổi

- Giai đoạn suy tàn:

Khi chất lượng nước trở nên xấu đi, các chất dinh dưỡng giảm không đủ để tảo phát triển Mật độ tảo giảm nhanh chóng và suy tàn Trong thực tế, có nhiều yếu tố

có thể ảnh hưởng đến sự suy tàn của tảo như hàm lượng dinh dưỡng trong môi trường nuôi cạn kiệt, không đủ ánh sáng cung cấp, quá nóng hoặc do sự ô nhiễm các loài tảo khác hoặc protozoa

Hình 2.1: Các giai đoạn phát triển của tảo (Coutteau, 1996)

2.1.6 Một số yếu tố ảnh hưởng đến sự sinh trưởng và phát triển của tảo

a Ánh sáng

Cũng như tất cả các loài thực vật khác, tảo tổng hợp carbon vô cơ thành vật chất hữu cơ nhờ vào quá trình quang hợp trong đó ánh sáng đóng vai trò quan trọng như một nguồn năng lượng cho quá trình quang hợp Theo Graham và Wilcox (2000), tảo có đặc điểm hiệu ứng lại với sự tăng lên của cường độ ánh sáng Khi

Thời gian nuôi

cường độ ánh sáng ở mức thấp thì tỉ lệ quang hợp sẽ cân bằng với tỉ lệ hô hấp, đây gọi là điểm đền bù, khi cường độ ánh sáng lớn hơn điểm đền bù, thì quang hợp sẽ cao hơn so với hô hấp Nếu tảo ở trong điều kiện ánh sáng thấp nhiều giờ chúng sẽ thích nghi bằng cách tăng hàm lượng chlorophyll trong cơ thể Khi ánh sáng nằm trong mức giới hạn thì quá trình quang hợp sẽ tăng lên với sự tăng lên của cường độ ánh sáng Khi ánh sáng tiếp tục tăng lên tốc độ quang hợp giảm và tốc độ quang hợp sẽ ngược với ánh sáng khi vượt qua giới hạn giá trị cao nhất mỗi loài tảo khác nhau sẽ thích hợp với mức ánh sáng khác nhau Tảo sẽ giảm lượng chlorophyll trong tế bào khi cường độ ánh sáng vượt qua giới hạn thích ứng, khi tảo ở trong điều kiện ánh sáng cao kéo dài sẽ dẫn đến sự tổn hại quá trình quang tổng hợp trong

tế bào

Cường độ ánh sáng thích hợp hay không còn tùy thuộc vào điều kiện nuôi Trong điều kiện bình thủy tinh, dung tích nhỏ cường độ ánh sáng đòi hỏi càng lớn, khoảng 5000 - 10000 lux Nếu sử dụng ánh sáng nhân tạo thì thời gian chiếu sáng ít nhất 18 giờ/ngày Trong mô hình nước xanh cải tiến, kết hợp với cá rô phi, cường

độ chiếu sáng cho sự phát triển của Chlorella khoảng 4000 - 30.000 lux (Nguyễn Thanh Phương, 2003)

b Nhiệt độ

Ảnh hưởng của nhiệt độ đến quang tổng hợp của các tế bào tảo Chlorella khác

nhau theo từng loài (Oh-Hama và Miyachi, 1986) Nhiệt độ không chỉ ảnh hưởng trực tiếp hoặc gián tiếp lên quá trình trao đổi chất mà còn tác động lên cấu trúc tế bào (Payer, 1980)

Mỗi loài tảo có khoảng nhiệt độ thích hợp khác nhau Nhưng nhìn chung nhiệt

độ tối ưu để nuôi tảo dao động trong khoảng 23 - 30oC tùy theo loài (Trương Sĩ Kỳ, 2004) Tuy nhiên, nhiệt độ thích hợp cho tảo Chlorella thích hợp là 25 - 35oC nhưng tảo có thể chịu đựng nhiệt độ 37o

C (Liao và ctv, 1983) Nhiệt độ dưới 10oC hoặc trên 37oC đều ảnh hưởng đến sự phát triển của tảo Theo Semenenko (1969)(trích

bởi Oh-Hama and Miyachi, 1986) khi quan sát tảo Chlorella cho rằng khi di chuyển

từ nhiệt độ 37oC đến 43oC thì tốc độ gia tăng tế bào giảm nhanh chóng khi hoạt động quang tổng hợp vẫn tiếp tục trong một khoảng thời gian nhất định Đồng thời thành phần sinh hóa của tảo cũng thay đổi rất lớn sinh tổng hợp carbohydrate tăng nhanh làm cho hàm lượng của chúng đạt đến 45% trọng lượng khô và hàm lượng protein giảm từ 43% còn 18% trong thời gian 14 giờ Theo Trần Thị Thủy (2008) nhiệt độ tối ưu cho tảo Chlorella phát triển là 34 o

C

c pH

Giới hạn pH cho sự phát triển của các loài tảo từ 7 - 9, nhưng thích hợp trong khoảng từ 8.2 - 8.7 Nếu pH thay đổi lớn có thể làm cho tảo bị tàn lụi (Nguyễn Thanh Phương, 2003) Trong trường hợp nuôi tảo có mật độ cao thì bổ sung CO2

nhằm ổn định pH dưới mức 9 trong suốt quá trình phát triển của tảo là cần thiết, pH thích hợp cho tảo Chlorella phát triển tốt nhất từ 8 - 9 (Trần Thị Thủy, 2008)

Khi amonium hoặc nitrat được sử dụng như nguồn cung cấp nitơ cho tảo sẽ dẫn đến sự biến đổi pH của môi trường Sự hấp thụ ion NO3- sẽ dấn đến tăng pH của môi trường ngược lại sự hấp thụ NH4+ sẽ làm giảm pH (Oh-Hama và Myjachi, 1986) Việc sử dụng ure ít làm thay đổi pH của môi trường ngay cả trong điều kiện

tự dưỡng và dị dưỡng

d Sục khí

Trong nuôi cấy tảo, việc cung cấp khí có vai trò quan trọng trước mắt là sự đảo

trộn để tránh trường hợp để tảo bị lắng xuống đáy Đảm bảo cho tế bào tảo đều hấp thụ ánh sáng và dinh dưỡng đầy đủ Mặt khác CO2 trong khí quyển chiếm khoảng 0.03% cần thiết cho quá trình quang hợp cũng như ổn định pH (trong trường hợp nuôi tăng sản lượng với mật độ cao cần bổ sung CO2 ) Hơn nữa, sục khí cung cấp

O2 cho quá trình hô hấp của tảo, nó cũng giúp hạn chế sự phân tầng nhiệt độ, sự kết tủa của kim loại nặng cũng như sự lắng đáy và dẫn đến tình trạng thối rữa các hợp chất hữu cơ Thí nghiệm về sục khí trong bể nuôi Chlorella của Persoone và Pauw (1980), nhận xét giữa các chế độ sục khí kiên tục, bán liên tục và không sục khí đã nhận thấy năng suất tảo của bể sục khí cao hơn 30% so với bể không sục khí

e Dinh dƣỡng

Trong quá trình quang hợp, thực vật cần nhiều chất dinh dưỡng để tổng hợp chất hữu cơ và sinh trưởng, trong số các nguyên tố cần thiết cho thực vật thì có vài nguyên tố có thể đáp ứng đủ nhu cầu (O2 và H2), các nguyên tố còn lại đều có hàm lượng rất thấp so với nhu cầu của thực vật Do đó, thực vật thường hấp thu và dự trữ các nguyên tố C và O2 để phục vụ cho quá trình sinh trưởng cũng như tổng hợp chất hữu cơ Bên cạnh carbon, nitơ và phosphor là hai nguồn dinh dưỡng cần thiết cho quá trình phát triển của tảo và tỷ lệ N/P thường được đề nghị là 6/1 (Valero và Abuin, 1981)

* Đạm

Đối với Chlorella các dạng đạm thường được hấp thu là amonium, nitrat và urea Trong đó amonium cho kết quả tốt nhất (Iriarte, 1991) Trường hợp môi trường có amonium, nitrat và urea thì Chlorella sẽ sử dụng amonium trước tiên còn nitrat và urea sẽ được chuyển hóa thành amonium trước khi kết hợp vào thành phần hữu cơ Việc bổ sung amonium vào tế bào tảo khi đang hấp thu nitrat thì lập tức hạn chế hoàn toàn quá trình này Sự hấp thu amonium là nguyên nhân hạn chế việc hấp thu nitrat Amonium không ảnh hưởng đến sự tổng hợp tiền thể của enzyme nitrat nhưng amonium và các sản phẩm chuyển hóa của nó dường như ngăn cản kết nối tiền thể protein vào trong enzyme hoạt hóa bằng cách hạn chế quá trình tổng hợp protein cần thiết cho sự kết nối này (Oh-Hama và Myjachi, 1986)

Chlorella có thể sử dụng nguồn urea khi nó có thể là nguồn cung cấp đạm duy nhất theo Roon (1968)(trích bởi Oh-Hama 1998) khi chuyển N-NO3- thành NH4+đòi hỏi nguồn năng lượng và enzyme khử nitrat tương tự theo nghiên cứu của Ojeda (1986), về sự phát triển và thành phần hóa học của 3 loài tảo sử dụng 4 nguồn nitơ khác nhau Ông nhận thấy khi sử dụng nguồn nitrat là urea trong khi Chlorella có tốc độ phát triển cao ở giai đoạn tăng trưởng khi sử dụng amonium

*Lân

Lân là một trong những nguyên tố chính trong thành phần của tảo Lân có vai trò chính trong đa số các quá trình xảy ra trong tế bào tảo đặc biệt là quá trình chuyển hóa năng lượng và tổng hợp acid nucleic Giống như đạm, lân cũng là yếu tố giới hạn sinh trưởng của tảo Tảo sử dụng chủ yếu là phosphor vô cơ, phosphor hữu

cơ thường được thủy phân bởi các enzyme ngoại bào như phosphoesterase, phosphatase để chuyển sang dạng phosphor vô cơ dễ tiêu Việc hấp thu lân ở tảo được kích thích bởi ánh sáng

Lân thường tồn tại ở hai dạng phosphat hữu cơ (DIP) hoặc phosphor vô cơ hòa tan (DOP) Hầu hết phosphor hòa tan là DOP DIP thường ở dạng orthophosphat (PO43-) một ít monophosphat (HPO42-) và dihydrogen phosphat (H2PO4-) Tảo chỉ có thể sử dụng phosphat hữu cơ hòa tan Khi môi trường thiếu phosphat hữu cơ hòa tan, tảo có thể tiết ra enzyme alkaline phosphatase, đây là một enzyme ngoại bào có khả năng giải phóng phosphat trong phạm vi chất hữu cơ Hơn nữa, khi hàm lượng phosphat hữu cơ hòa tan biến động trong khoảng thời gian ngắn thì tảo có thể hấp thu và dư trữ phosphat dưới dạng polyphosphat trong tế bào Trong thời gian biến động, một tế bào tảo có thể dự trữ phosphat đủ cho sự phân chia 20 tế bào (Graham

và Wilcox, 2000)

* Vitamin B 12

Theo Maruyama (1980), thì khả năng hấp thu B12 của tảo Chlorella nước ngọt

phụ thuộc vào điều kiện nuôi cấy Ở Chlorella vulgaris K-22 tích trữ B12 trong cấu trúc tế bào với trữ lượng từ 0.2 - 1100 µm/100g Vitamin B12 có thể được giữ lại trong tế bào trong đảm bảo đến 30 ngày trong điều kiện lạnh và 3 ngày nếu giữ tảo trong nước biển nhân tạo

2.1.7 Khả năng sử dụng tảo Chlorella

a Nuôi tảo Chlorella thu sinh khối

Trong thủy sản và chăn nuôi, chlorella là thức ăn lý tưởng cho luân trùng, có khả năng tăng sinh khối cho luân trùng nhanh trong điều kiện ương nuôi cũng như đảm bảo dinh dưỡng trong luân trùng đầy đủ cho các ấu trùng cá, cua,… khi các

khả năng bắt mồi và tốc độ tiêu hóa của ấu trùng Strombus gigas (nhuyễn thể) đối với 8 loài tảo Theo Aranda và ctv (1994), nhận thấy khả năng bắt mồi của ấu trùng đối với Chlorella cao hơn so với các loài tảo khác như I aff galbana, D tertiolecta,

Chlamydomonas coccoides, T fluviatilis và T suecica Khả năng tiêu hóa bắt đầu

sau khi ăn 1giờ với tốc độ tiêu hóa của Chlorella nhanh hơn D tertiolecta và T fluviatilis Ngoài ra Chlorella còn được sử dụng trong hệ thống nước xanh khi ương

nuôi các ấu trùng tôm càng xanh, ấu trùng cua biển, và các ấu trùng các loại cá biển

như cá măng (Chanos chanos) Sự bổ sung tảo vào bể ương ấu trùng tôm càng xanh

sẽ cung cấp một số thành phần vi lượng hòa tan trong nước những dinh dưỡng cần thiết không có trong thức ăn Mặt khác hạn chế được khả năng gây bệnh từ vi khuẩn nhờ sự phát triển của tảo trong bể ương Chlorella với giá trị dinh dưỡng cao có thể

sử dụng như một nguồn protein thay thế cho nguồn protein thông thường trong thức

ăn cho động vật nuôi

Công nghệ sản xuất đại trà Chlorella: những thực nghiệm nuôi trồng đại trà Chlorella bắt đầu ở Đức vào những năm 1940 sau khi người ta nhận thấy tế bào tảo này có tới 50% protein trong sinh khối khô Đầu những năm 1950, các nhà khoa học

Mỹ cho thấy hàm lượng chất béo và protein trong Chlorella thay đổi theo điều kiện nuôi và môi trường và đã xây dựng một số nơi nuôi đại trà tảo Năm 1957, Tamiay

đã công bố công trình liên quan đến nuôi trồng Chlorella ở Nhật Bản Nhật Bản được xem như quốc gia đầu tiên sản xuất và khinh doanh Chlorella dưới dạng thức

ăn bổ dưỡng và tác nhân kích thích sinh trưởng (Đặng Đình Kim, 1999)

b Nuôi tảo Chlorella để xử lý nước thải

Theo Benerman (2009), nuôi tảo Chlorella để phục vụ cho chất đốt sinh học

nói chung và sự khai thác dầu nói riêng không phải là một viễn cảnh Ngoài ra tảo Chlorella cũng có vai trò trong việc xử lý nước thải, tảo sẽ loại bỏ nitơ và phospho

ra khỏi môi trường nước

Một số thí nghiệm đã được tiến hành để kiểm tra sự chuyển hóa Đạm (TN) và

photpho (TP) ra khỏi môi trường nước thải bằng tảo Chlorella như thí nghiệm của

Gozalez (1997)(trích dẫn bởi Trần Sương Ngọc, 2003) Tác giả là người đã phát

hiện ra Chlorella vulgaris và Scenedesmus dimorphus hấp thu 95% NH4+

và TP 50% trong nước thải Tảo được nuôi trong các ống hình trụ và bình tam giác, cho thấy giai đoạn đầu Scenedesmus có hiệu quả xử lý tốt hơn trong loại bỏ dinh dưỡng nhưng thời kỳ cuối thí nghiệm thì tương tự nhau Thí nghiệm cho thấy có thể dùng tảo Chlorella này để xử lý nước thải trên các sông ở Colombia

Sreesai and Pakpain (2007), đã nghiên cứu khả năng loại bỏ dinh dưỡng ra

khỏi nước thải từ tảo Chlorella vulgaris, qua việc đo hàm lượng TN và TP Sự loại

bỏ dinh dưỡng cao nhất ở nghiệm thức nuôi tự nhiên và lượng TN và TP được loại

bỏ khỏi môi trường nước lần lượt là 88% và 68%

- Sản xuất biodiesel

- Nuôi trồng thủy hải sản (làm thức ăn cho luân trùng)

2.1.9 Công nghệ nuôi tảo Chlorella trên thế giới

- Nuôi trồng Chlorella đầu tiên được tiến hành vào năm 1890

- Nuôi trồng tảo Chlorella với quy mô lớn bắt đầu vào đầu những năm 1960 tại Nhật Bản

- Đến năm 1980 đã có 46 nhà máy quy mô lớn ở châu Á sản xuất hơn 1000 kg Chlorella khô/tháng

- Tới đầu những năm 60 của thế kỷ XX các sản phẩm từ Chlorella đã được bán rộng rãi trên thị trường

- Là hệ thống nuôi với tỷ lệ chiếu sáng rất cao (>90%)

- Ánh sáng không tác động trực tiếp lên bề mặt tảo nuôi mà phải xuyên qua thành thiết bị nuôi

- Hệ thống này cho phép giới hạn sự trao đổi trực tiếp của không khí và các chất gây ô nhiễm (bụi, vi sinh vật…) giữa tảo nuôi với môi trường ngoài

2.2 Tổng quan về nước thải cá tra

2.2.1 Một số nguyên nhân gây ô nhiễm nguồn nước từ việc nuôi cá tra

- Theo Nguyễn Thị Thu Trang (2008), nguyên nhân gây ô nhiễm môi trường của nước thải cá tra là do:

(i) Kỹ thuật nuôi cá truyền thống sử dụng nguồn thức ăn tự chế làm cho các vật chất trong ao nuôi ngày càng tăng

(ii) Lượng các hóa chất và kháng sinh sử dụng cho cá trong quá trình nuôi tăng

(iii) Chưa có ao xử lý chất thải trước khi thải ra môi trường chiếm tỷ lệ cao (98% tổng số hộ nuôi)

- Những người nuôi cá thường sử dụng các hóa chất vệ sinh cải tạo ao nuôi, các vật tư chuyên dụng như vôi bột, chế phẩm sinh hóa học và các loại thuốc kháng sinh, chất kích thích tăng trưởng cá với số lượng nhiều và gây nguồn nước ngày càng trở nên ô nhiễm (Phạm Đình Đôn, 2008)

- Do người nuôi cá không tính kỹ lượng ăn của cá nên dẫn đến dư thừa trong quá trình nuôi Đây là vấn đề thường thấy ở những người nuôi cá hiện nay (Phạm

Đình Đôn, 2008) Bên cạnh đó, Châu Thị Đa và ctv (2008), cho rằng lượng chất thải

từ thức ăn dư thừa và sự chuyển hóa chất thải từ của hệ thống nuôi cá sử dụng thức

ăn tự chế và thức ăn tươi từ xác cá tra thì rất cao và cao gấp 9 - 10 lần so với hệ thống nuôi sử dụng thức ăn viên Qua đó cho thấy, sử dụng nguồn thức ăn tự chế trong nuôi cá tra sẽ tăng lượng chất hữu cơ trong đáy ao và nguồn nước trong ao nuôi ô nhiễm nhanh hơn

2.2.2 Biến động môi trường nước trong hệ thống nuôi cá tra thâm canh

Hàm lượng chất dinh dưỡng và vật chất hữu cơ lơ lững trong nước ao nuôi cá tra thâm canh tăng kéo theo lượng tiêu hao sinh học và ô nhiễm môi trường tăng (Muir, 1992) Theo Veerina (1989), hàm lượng chất dinh dưỡng trong nước thải từ

ao nuôi cá thâm canh rất cao và hơn 64% đạm tổng và 77% lân tổng từ thức ăn thất thoát ra môi trường nước (Udomkarm, 1989)

Việc nuôi cá da trơn thâm canh trong bè hoặc ao sử dụng hoàn toàn thức ăn chế biến (Nguyễn Thanh Phương, 1998), và sản phẩm thải đi trực tiếp vào nước sông, kênh, rạch Kết quả là các chất dinh dưỡng, vật chất hữu cơ đã làm giảm chất lượng môi trường nước phía hạ lưu của bè nuôi cũng như xung quanh vùng ao nuôi (Pillay, 1992)

Môi trường nước của các ao cá có hàm lượng BOD và phần trăm hàm lượng hữu cơ lơ lững cao Các muối dinh dưỡng hoà tan như NO3-, PO43- đạt giá trị cao từ

tháng nuôi thứ 4 cho đến khi thu hoạch Hàm lượng COD trong các ao có khuynh

hướng tăng dần theo thời gian, khi lượng chất thải của cá và thức ăn dư thừa tích tụ ngày càng nhiều trong ao Biến động của COD trong ao dao động từ 6.4 – 15.5 ppm trong các tháng của vụ nuôi Lê Như Xuân (1994), Cho rằng COD thích hợp cho các ao nuôi cá từ 15 - 30 ppm, giới hạn cho phép là 15 - 40 ppm Kết quả phân tích

của Huỳnh Trường Giang (2008), ở An Giang thì hàm lượng BOD trong các ao

nuôi cá tra dao động rất lớn từ 1.9 - 23 ppm, DO dao động từ 0.44 – 15.9 ppm Theo kết quả nghiên cứu của Dương Thúy Yên (2003) thì DO thích hợp cho nuôi cá tra

ao là trên 2 ppm

Trương Quốc Phú và Yang Yi (2003), đã công bố rằng phần trăm vật chất hữu

cơ lơ lững (OSS) chứa trong tổng vật chất lơ lững (TSS) biến động từ 36.6% đến 48.9% cho thấy các phần tử hữu cơ có nguồn gốc từ thức ăn đã làm tổng vật chất hữu cơ lơ lững tăng lên Kết quả khảo sát của tác giả cũng cho thấy trên sông Hậu vào các tháng từ 4 - 6 thường xuyên có TSS cao hơn 200 ppm Kết quả nghiên cứu của Lê Bảo Ngọc (2004), đã báo rằng hàm lượng OSS trong ao nuôi cá tra rất cao

và luôn ở mức lớn hơn 100 ppm nhưng cá vẫn sinh trưởng tốt Dương Nhựt Long và

ctv (2003), trong ao nuôi cá tra thâm canh DO dao động ngày đêm lớn từ 1.12 –

7.87 ppm, tỷ lệ sống của cá tra dao động 89 - 95% Khi nuôi cá ở mật độ cao ao nuôi thường xảy ra thiếu oxy cục bộ do sự gia tăng của hàm lượng CO2 trong nước,

pH giảm, NO2 tăng và sự biến động của một số yếu tố môi trường khác

Trong nước mặt tự nhiên hàm lượng lân hoà tan tồn tại từ 0.005 – 0.02 ppm, riêng đối với nuôi thuỷ sản, để quản lý tảo trong ao tốt thì lượng lân hoà tan phải

dao động trong khoảng 0.005 – 0.2 ppm (Boyd, 1998) Lân hoà tan không gây ảnh hưởng trực tiếp cá nuôi nhưng khi ở hàm lượng cao, dễ gây ra hiện tượng nở hoa của tảo Chất dinh dưỡng gây ô nhiễm chủ yếu ở môi trường nuôi cá nước ngọt là photpho, lượng P2O5 thải ra môi trường trong nuôi cá bè là 16 kg/tấn thức ăn viên Theo Trương Quốc Phú và Yang Yi (2003), trong môi trường sự biến động pH ngày đêm phụ thuộc vào mật độ phiêu sinh thực vật, tuy nhiên trong môi trường nước ao nuôi cá tra pH ít ảnh hưởng đến sự phát triển của cá do cá tra có thể sống trong môi trường có pH rất thấp (pH = 4) (Dương Thuý Yên, 2003)

Theo Lê Bảo Ngọc (2004), bình quân sản xuất 1 kg cá tra sẽ thải ra môi trường 23.2g Nitơ và 8.6g photpho, khi cho cá ăn cá chỉ hấp thu được khoảng 17% năng lượng trong thức ăn, phần còn lại 83% sẽ thải ra và hòa lẫn trong môi trường nước trở thành chất hữu cơ phân hủy Dinh dưỡng Nitơ, photpho tích luỹ trong cá lần lượt

là 65.4 – 16.8% và thải ra môi trường là 34.6% N và 83.2% P Theo Phạm Đình Đôn (2007), các nguồn chất thải trong nuôi trồng thuỷ sản ở khu vực đồng bằng sông Cửu Long hàng năm thải ra 450 triệu m3

bùn thải, chất thải chưa được xử lý và riêng chất thải nuôi cá tra và cá basa trên 2 triệu tấn/năm

Theo Enell và Log (1983, trích dẫn bởi Lê Bảo Ngọc, 2004) trong mô hình nuôi cá tra bè có khoảng 10 – 20 kg P và 75 - 95 kg N thải ra hàng năm khi sản xuất

1 tấn cá Theo Lam Mỹ Lan và ctv (2004), nguồn dinh dưỡng đầu vào cho ao nuôi

cá trê lai (Clarias macrocephalus x C gariepnus) từ thức ăn chiếm 95% TN và 97%

TP trong tổng số lượng đạm và lân tổng trong ao Phần lớn nguồn dinh dưỡng cấp cho ao được tích tụ ở bùn đáy (42.6% TN và 72.5% TP), chỉ có 14.5% tổng N và 10.1% tổng P của thức ăn tạo thành sản phẩm cá thu hoạch và thất thoát 35.5% tổng

N và 10.4% tổng P

Theo Lê Bảo Ngọc (2004), việc nuôi cá tra thâm canh tại Cần Thơ có hàm lượng TN trong khoảng 2.86 mg/L khi không thay nước trong ao Do đó mức độ lắng đọng thức ăn thừa ở đáy ao cao làm cho TN cao, hàm lượng N-NO3- nằm trong khoảng 5.14 – 6.54 mg/L và cao nhất ở thời điểm thu hoạch là 19.5 mg/L, hàm lượng PO43- dao động trong khoảng 0.42 – 0.52 mg/L Còn nước nuôi cá tra thâm canh ở An Giang vào mùa khô có hàm lượng PO43- dao động trong khoảng 0.004 – 1.97 mg/L, hàm lượng N-NO3- dao động trong khoảng 0.122 - 18 mg/L Vào mùa mưa hàm lượng PO43- dao động trong khoảng 0.003 – 2.28 mg/L, hàm lượng N-

NO3- dao động trong khoảng 0.194 – 8.74 mg/L (Huỳnh Trường Giang, 2008)

CHƯƠNG III PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 3.1 Thời gian địa điểm nghiên cứu

- Máy sục khí, máy đo pH, máy đo DO, nhiệt kế

- Chai nhựa 110 ml, keo thủy tinh 10 lít

- Lame, lamelle, ống nhỏ giọt

- Kính hiển vi, buồng đếm phiêu sinh Sedgwick Rafter

- Dụng cụ phân tích chỉ tiêu N-NO3- ; N-NH4+ ; P-PO43-

- Lưới lọc phiêu sinh với mắc lưới 5µm

- Giấy lọc Whatman 0.45 µm

3.2.2 Hoá Chất

- Dung dịch môi trường wanle

- Hoá chất phân tích đạm, lân (N-NH4+, N-NO3-, P-PO43-)

- Formol

- Cồn 90o, MgCO3 1%, HCl 2N

- Một số hóa chất phục vụ cho phân tích chỉ tiêu đạm, lân như:

+ NH4+: Sodium salicylate (Trung Quốc), Trisodium citrate (Trung Quốc), Sodium nitroprusside (MERCK), Sodium hydroxide (Trung Quốc), Sodium dichloroisocyanurate (MERCK)

+ NO3-: Acid H2SO4 đậm đặc, Natri salicylate, C4H4KNaO6.4H2O, NaOH 10N + PO43-: Ammonium molybdate ((NH4)6C4H4O6.4H2O), Acid ascorbic, H2SO4 5N, Potassium antinomyltartrate (K(SbO)C4H4O6.1/2H2O), Phenolphtalein

3.2.3 Nguồn Giống

Tảo Chlorella sp được nuôi cấy tại phòng thí nghiệm Khoa Môi trường và

Tài Nguyên Thiên Nhiên, trường Đại học Cần Thơ để bảo quản và nhân giống bằng phương pháp cấy truyền trong môi trường wanle

3.3 Phương pháp nghiên cứu

3.3.1 Chuẩn bị thí nghiệm

- Tảo giống: được nuôi trong môi trường wanle độ thuần 100%, được sử dụng

làm nguồn tảo đầu vào cho thí nghiệm

- Pha trộn tỉ lệ nước thải, wanle mỗi loại 15 lít

- Làm vệ sinh các dụng cụ thí nghiệm: rửa bằng xà phòng sau đó rửa lại bằng nước máy và ngâm acid sau 24 giờ vớt lên rửa lại bằng nước máy, sau đó tráng bằng nước cất

- Lắp đặt hệ thống chiếu sáng và hệ thống sục khí

- Thu mẫu đầu vào

3.3.2 Nguồn nước thải và cách xử lý

a Nguồn nước thải cá tra

Nước thải được lấy trực tiếp từ ao nuôi cá tra ở nhà ông Trương Văn Bình số nhà 62/4 tổ 4 khu vực Bình Yên B, Quận Bình Thủy, Thành phố Cần Thơ

Ao nuôi cá tra đã được 4.5 tháng, nước trong ao được xả ra khi nước thủy triều xuống và cấp vào khi thủy triều lên

b Cách xử lý

- Nước thải mang về để lắng khoảng 2 ngày

- Lọc để loại bỏ tảo qua lưới lọc phiêu sinh mắt lưới 5µm

3.3.3 Bố trí thí nghiệm

Bố trí thí nghiệm hoàn toàn ngẫu nhiên gồm 6 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức được lặp lại 3 lần Dự kiến thời gian thí nghiệm là 10 ngày

- Nghiệm thức 1: nuôi tảo trong môi trường nước lọc để đối chứng

- Nghiệm thức 2: nuôi tảo trong môi trường wanle

- Nghiệm thức 3: nuôi tảo trong môi trường nước thải 75%

- Nghiệm thức 4: nuôi tảo trong môi trường nước thải 100%

- Nghiệm thức 5: 100% nước thải cá tra không có tảo

- Nghiệm thức 6: 100% nước thải cá tra được lọc tảo và đun sôi 100oC

Thể tích nước làm thí nghiệm là 5 lít, trong đó tảo đầu vào sẽ chiếm 10% thể tích mỗi chậu (mật độ 1.130.200 cá thể/ml), các môi trường dinh dưỡng này sẽ được pha sẵn sau đó đong vào mỗi keo với thể tích bằng nhau là 4.5 lít, cụ thể như sau: + Nghiệm thức 1: bao gồm 4.5 lít nước máy + 0.5 lít tảo đầu vào

+ Nghiệm thức 2: gồm 4.5 lít môi trường Wanle + 0.5 lít tảo đầu vào

+ Nghiệm thức 3, 4: chứa 4.5 lít nước thải lần lượt theo tỉ lệ 75%, 100% nước thải đầu vào + 0.5 lít tảo

+ Nghiệm thức 5: gồm 100% nước thải đã lọc tảo qua lưới lọc phiêu sinh 0.5µm

+ Nghiệm thức 6: gồm 100% nước thải đã lọc tảo sau đó đun sôi 100o

C

Tất cả các keo phải có kích cỡ tương đối đồng đều nhau, và được đánh ký hiệu

NT được hiểu là “Nghiệm thức” + thứ tự nghiệm thức + số lần lặp lại

Thu mẫu vào ngày 1, 3, 5, 7, 9 lúc 8h - 9h sáng để tính mật độ, phân tích các chỉ tiêu NO3-

, PO43-, NH4+ và chlorophyll_a

Đo các chỉ tiêu pH, nhiệt độ, DO mỗi ngày

3.3.5 Phương pháp phân tích

a Chỉ tiêu lý, hóa

- pH: xác định bằng máy đo pH của phòng thí nghiệm

- DO: xác định bằng máy đo DO của phòng thí nghiệm

- Nhiệt độ: xác định bằng nhiệt kế

b Xác định mật độ tảo

- Lắc đều mẫu trước khi đếm, cho mẫu vào buồng đếm bằng ống hút nhỏ giọt

- Đếm số lượng tảo dưới kính hiển vi bằng buồng đếm Sedgwick Rafter

- Xác định mật độ tảo theo công thức:

Nước thải cá tra

Để lắng 2 ngày, lọc loại tảo bằng mắt lưới 5µm

(Phân tích các chỉ tiêu: pH, nhiệt độ, DO, NO3-, PO43-,

NH4+, đếm mật độ tảo trước khi bố trí thí nghiệm)

Bố trí thí nghiệm gồm 6 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức

được lặp lại 3 lần

1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3

NT6

c Xác định sinh khối tảo

Bằng phương pháp so màu quang phổ Nush 1980

- Thu 100 ml mẫu cho vào chai thủy tinh 125 ml

- Cho 3 ml MgCO3 1% trên giấy lọc khi đặt vào máy hút (trước khi lọc)

- Cho 100ml mẫu lọc qua giấy lọc đến khi nước lọc hết

- Cuộn giấy lọc cho vào ống nghiệm 18 ml ethanol 90% (cồn 90 0)

- Đem đun ở 78oC khoảng 15 phút

- Để nguội, đem ly tâm với 3000/phút trong 5 phút

- So màu ở bước sóng 665nm và 750nm

- Lấy 8 ml dung dịch vừa so màu acid hóa bằng 1 giọt HCl 2N

- Tiếp tục so màu ở bước sóng 665nm và 750nm

- Ghi nhận kết quả và tính toán theo công thức:

+ Chlorophyll a = [( E665 – E750 ) – ( E665a – E750a )] x (V1.D/V2.d) x 1000 x 29,6 (μg/L)

- V1: Thể tích ethanol (18 ml)

- V2: Thể tích nước lọc

- D: Số lần pha loãng

- d: Độ dài ánh sáng đi qua Cuvet (1 cm)

+ Sinh khối B = Chlorophyll- a x 67(μg/L)

d Phân tích PO 4 3- (sử dụng phương pháp Orthophosphate: Ascorbic Acid, Apha, 1998)

* Phương pháp phân tích

- Lọc mẫu để loại chất lơ lững

- Chuẩn bị dãy đường chuẩn từ dung dịch chuẩn 5 ppm, nồng độ tối đa cho phép đến 3 mg/L (Bao gồm mẫu blank)

- Cho 0,8 ml chất hiện màu vào mỗi ống nghiệm, lắc đều hỗn hợp Đem so màu ở bước sóng 880nm (Nên đọc mẫu ngay sau khi cho chất hiển thị màu trong

thời gian không quá 30 phút)

e Phân tích NO 3 - (sử dụng phương pháp Salicylate, Apha, 1998)

* Phương pháp

- Lọc mẫu để loại chất lơ lững

V N

V X

Y cd

*

* 1000

*



- Cho vào mỗi bình tam giác 10 ml mẫu và lặp dãy đường chuẩn từ dung dịch chuẩn NO3- 1 ppm

- Cho vào 1 ml dung dịch A

- Đem sấy ở nhiệt độ 105oC đến cạn

- Để nguội, cho vào 1 ml dung dịch B

- Chờ 10 phút, cho tiếp 20 ml dung dịch C và 5 ml dung dịch D (dung dịch có màu vàng anh nếu có nitrate)

- Chờ 15 phút đem so màu ở bước sóng 410nm

f NH 4 + (Salicylate method, modified version of a photometric method)

* Phương pháp phân tích: Mẫu làm giống như đường chuẩn (5 ml+R1+R2)

Lập dãy đường chuẩn như sau:

STT Cmẫu chuẩn Vddc10ppm Vnước cất Reagent 1 Reagent 2

3.3.6 Xử lý số liệu

Số liệu được xử lý bằng phần mềm Excell và chạy thống kê bằng phần mềm SPSS 16.0

CHƯƠNG IV KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 4.1 Sự biến động của nhiệt độ, pH, DO

4.1.1 Sự biến động của nhiệt độ

Nhiệt độ là một trong những yếu tố ảnh hưởng đến sự phát triển của tất cả các loài thủy sinh vật nói chung và tảo nói riêng Nhiệt độ không chỉ ảnh hưởng trực tiếp hoặc gián tiếp lên quá trình trao đổi chất mà còn tác động lên cấu trúc tế bào

của tảo (Payer và ctv, 1980) Nguồn nhiệt cung cấp chủ yếu cho tảo trong quá trình

thí nghiệm là ánh sáng mặt trời và đèn huỳnh quang vào ban đêm, dưới đây là sự biến động của nhiệt độ trong quá trình bố trí thí nghiệm

Bảng 4.1 Sự biến động nhiệt độ của các nghiệm thức (TB)

Ghi chú: NT1: đối chứng, NT2: môi trường Wanle, NT3: 75% nước thải, NT4: 100%

nước thải, NT5: 100% nước thải không có tảo, NT6: 100% nước thải không có tảo và đun sôi.

Nhiệt độ của các nghiệm thức dao động trong khoảng 28.07- 34.70oC, do thể tích nước ở mỗi keo cũng khá ít (5 lít/keo), nên hầu hết đều chịu ảnh hưởng của nhiệt độ bên ngoài tác động Nhìn chung qua các ngày nhiệt độ tất cả các nghiệm thức đều khá cao do trời nắng tốt, thời gian đo từ lúc 8 - 9 giờ là khoảng thời gian nhiệt độ tương đối cao Tuy nhiên một số ngày như: 7 và 10 thì nhiệt độ tương đối thấp hơn so với những ngày khác, nhiệt độ dao động trong khoảng 28.07 – 31.90oC, vì trong những ngày này trời âm u nắng nhẹ nên nhiệt độ tương đối thấp so với những ngày còn lại

Thí nghiệm được tiến hành vào cuối tháng 3 cũng bắt đầu vào mùa mưa cho nên thời tiết cũng thường xuyên thay đổi có ngày nắng rất gắt, có ngày trời âm u dẫn đến nhiệt độ của các nghiệm thức cũng không ổn định Bên cạnh đó thí nghiệm được bố trí nơi thoáng mát, khả năng nhận ánh sáng mặt trời rất tốt, vì vậy ngoài những ngày trời âm u thì nhiệt độ của các nghiệm thức vẫn tương đối cao

Nhiệt độ là một chỉ tiêu luôn chịu ảnh hưởng của một số yếu tố như: thời tiết, nơi bố trí, thời gian đo đạc,…Nhưng chỉ tiêu này có vai trò khá quan trọng đối với các loài thủy sinh vật, mỗi loài đều có một khoảng nhiệt độ thích hợp để phát triển

và sinh trưởng tốt, ngoài ra còn có một nhiệt độ nhất định để chúng phát triển tối ưu

nếu vượt ra khỏi khoảng nhiệt độ này các loài thủy sinh vật sẽ bị ức chế hoặc không thể hoạt động hoặc sinh trưởng phát triển được Ví dụ như một số loài vi khuẩn của quá trình nitrat hóa tăng trưởng tốt ở nhiệt độ 28 – 30oC, các loài vi khuẩn khử nitrat thực hiện quá trình khử ở nhiệt độ 32 – 50oC, …(Huỳnh Ngọc Lưu, 2008) Tương tự như vi khuẩn, tảo cũng chịu ảnh hưởng của nhiệt độ, nhiệt độ thích hợp cho tất cả các loài tảo là 15 – 30oC, nhiệt độ thấp hơn 16oC sẽ sinh trưởng chậm, còn nhiệt độ cao hơn 35oC thường gây chết một số loài tảo Tuy nhiên, có một vài loài tảo lại thích hợp với nhiệt độ khá cao như: Spirulina thích hợp tăng trưởng ở nhiệt độ 25 – 45oC, các trường hợp ngoại lệ tảo có thể sống được ở nơi tuyết phủ 0oC hay ở suối nước nóng 78oC (Lam Mỹ Lan, 2000)

Nhìn chung nhiệt độ trong quá trình bố trí thí nghiệm tuy không phải là tối ưu cho tảo phát triển (trừ một vài ngày), nhưng vẫn nằm trong khoảng hoạt động tốt của tảo Đối với Chlorella nhiệt độ thích hợp để tảo phát triển là 25 - 35oC nhưng tảo có thể chịu đựng nhiệt độ 37oC (Liao,1983) Theo Trần Thị Thủy (2008), nhiệt

độ tối ưu cho tảo Chlorella phát triển là 34 o

C

4.1.2 Sự biến động của pH

Theo Huỳnh Quốc Tịnh (2003), tính acid hay tính kiềm của một dung dịch được đặc trưng bằng nồng độ ion [H+] và được biểu thị bằng trị số pH, pH được định nghĩa bằng biểu thức pH = -log[H+] Quá trình quang hợp của tảo diễn ra theo chu kỳ ngày đêm sẽ ảnh hưởng đến sự biến động của pH, ban ngày pH thường cao

và ngược lại ban đêm thì thấp

pH là một trong những yếu tố môi trường có ảnh hưởng trực tiếp đến đời sống thủy sinh vật như: tỉ lệ sống, sinh sản, sinh dưỡng Giá trị pH thích hợp cho thủy sinh vật phát triển là 6.5 - 9, pH của môi trường quá cao hay quá thấp đều bất lợi cho quá trình phát triển của thủy sinh vật (Dương Trí Dũng, 2003) Dưới đây là kết quả đo được của pH trong thời gian bố trí thí nghiệm

Bảng 4.2 Sự biến động pH của các nghiệm thức (TB)

Ghi chú: NT1: đối chứng, NT2: môi trường Wanle, NT3: 75% nước thải, NT4: 100%

nước thải, NT5: 100% nước thải không có tảo, NT6: 100% nước thải không có tảo và đun sôi.

Qua kết quả đo được cho thấy pH trung bình của các NT dao động trong khoảng 7.16 – 9.78, pH ngày 1 có giá trị khá cao do ảnh hưởng bởi nguồn tảo đầu vào được nuôi trong môi trường wanle có tính kiềm cao cụ thể là: 9.02 (môi trường

có tảo), 8.02 (môi trường Wanle), ngoại trừ hai NT5 và NT6 không có nguồn tảo đầu vào nên pH tương đối thấp hơn các nghiệm thức còn lại Theo Trần Thị Thủy (2008), pH môi trường từ 8.0 là tối ưu cho Chlorella phát triển, ở pH này thì nguồn carbon được đồng hóa nhiều nhất Tuy nhiên, cũng theo bà ở pH từ 9.0 – 10.0 tảo vẫn có khả năng phát triển, vì vậy nhìn chung pH của các nghiệm thức nằm trong khoảng 8.35 – 9.88 vẫn đảm bảo cho sự sinh trưởng và phát triển của tảo một cách bình thường

Sang ngày thứ 2, 3 pH lại tiếp tục tăng, do tảo liên tục hấp thụ CO2 hòa tan trong nước để thực hiện quá trình quang hợp nên đã làm cho pH ở các nghiệm thức tăng lên cụ thể: NT1: 9.45, NT2: 9.78, NT3: 9.53, NT4: 9.55, NT5: 7.88, NT6: 7.54 cao hơn rất nhiều so với ngày 1 do trong những ngày này mật độ tảo tăng liên tục nên dẫn đến pH cũng tăng theo Tuy nhiên, trong các nghiệm thức thì NT2 có pH cao nhất vì tảo phát triển cao nhất ở môi trường này (môi trường wanle được pha bằng hóa chất), thấp nhất là NT6 đây là nghiệm thức nước thải không có tảo nên pH

ở đây chủ yếu dựa vào nguồn oxy từ ống sục khí thổi vào Do pH là một yếu tố phụ thuộc vào lượng oxy hòa tan trong nước có được từ quá trình quang hợp hay từ máy sục khí, khi quang hợp tảo sẽ hấp thu CO2 nhanh hơn lượng CO2 tạo ra từ quá trình

hô hấp của tảo nên tảo phải lấy thêm CO2 từ sự chuyển hóa HCO3- và sinh ra nhiều carbonate làm pH của nước tăng theo phương trình sau:

( Đặng Kim Chi, 2001)

Đến ngày 4 pH ở các nghiệm thức bắt đầu giảm do mật độ tảo đã giảm ở tất cả các nghiệm thức (ngoại trừ NT5 và NT6), riêng NT2 tuy pH đã bắt đầu giảm nhưng vẫn luôn cao hơn các nghiệm thức khác, do mật độ tảo trong nghiệm thức này lúc nào cũng cao hơn các nghiệm thức kia Bên cạnh đó NT1 là nghiệm thức có pH lúc nào cũng thấp hơn các nghiệm thức còn lại, do đây là môi trường nước lọc nên mật

độ tảo ở đây không phát triển bằng các môi trường khác dẫn đến pH cũng thấp hơn Trong những ngày này tảo đã chết dần và hiện tượng phân hủy xác tảo thành các chất hữu cơ bởi các vi khuẩn cũng diễn ra, đồng thời các quá trình chuyển đổi chất hữu cơ thành chất vô cơ cũng được thực hiện cho ra các chất dinh dưỡng trong nước Theo Huỳnh Quốc Tịnh (2003), để thực hiện được các quá trình này thì vi khuẩn phải sử dụng lượng oxy hòa tan trong nước để hoạt động Khi đó khí CO2

liên tục được thải ra thay thế cho lượng oxy mất đi, mặt khác nó phản ứng với nước tạo ra H+ và bicarbonate làm giảm pH của nước theo các phản ứng sau:

HCO3- CO2 + CO32- + H2O

CO32- + H2O OH- + CO2

( Đặng Kim Chi, 2001)

Cũng tương tự như vậy ở các ngày 5, 6, 7 tảo liên tục chết đã làm cho pH giảm

ở tất các nghiệm thức có tảo từ 8.67 xuống 8.18 ở NT1, từ 9.35 xuống 9.19 đối với NT2, NT3 từ 8.64 xuống 8.20, NT4 từ 8.67 xuống 8.22 Do ở những ngày này mật

độ tảo giảm đến mức thấp nhất trong bố trí thí nghiệm, vì thế lượng oxy mà vi khuẩn sử dụng nhiều hơn lượng oxy được tảo tạo ra dẫn đến pH trong nước cũng bị giảm theo rất nhiều

Vào những ngày cuối của thí nghiệm (ngày 10) thì pH tăng trở lại nhiều hơn so với các ngày trên: NT1: 8.25, NT2: 9.35, NT3: 8.27, NT4: 8.29 lý do là tảo đã phát triển trở lại nhờ vào các chất dinh dưỡng đã phân hủy từ xác tảo đã chết những ngày trước, tạo điều kiện cho những con còn sống gia tăng mật độ, theo chiều thuận thì khi mật độ tảo tăng lượng oxy cũng được tạo ra nhiều hơn, và kết quả là pH của nước tăng lên rõ rệt trong những ngày cuối này của thí nghiệm

Hai NT5, NT6 pH luôn có sự dao động không đồng nhất, do phụ thuộc vào oxy được cung cấp từ máy sục khí, bên cạnh đó vi khuẩn trong môi trường đã sử dụng một phần oxy để phân hủy và chuyển đổi các chất dinh dưỡng, nên đã làm cho lượng oxy hòa tan trong nước giảm đi và pH cũng giảm theo qua các ngày 1, 2, 3, 4,

7, 8, 9, 10 Các loài vi khuẩn thực hiện các quá trình nitrat hóa, khử nitrat hoặc chu trình phosphor trong nước thải ở đây đều chịu sự ảnh hưởng của pH trong nước thải, mỗi loài đều có một giới hạn pH nhất định như: vi khuẩn nitrat hóa, khử nitrat thì pH thích hợp nằm trong khoảng: 7.0 – 8.5 và các quá trình này sẽ dừng lại khi

pH < 6 Bên cạnh đó, các ngày cuối của thí nghiệm hai NT này có sự hiện diện của tảo nên ngoài sục khí thì cũng có một lượng nhỏ oxy do các tảo này quang hợp tạo

ra, nhưng vẫn không đáng kể

Tuy nhiên trong quá trình bố trí thì pH của hai NT trên có tăng lại đột xuất ở ngày (NT5: 8.71 và NT6: 8.69) là lượng khí từ máy được thổi vào nhiều hơn làm

pH tăng lên, nhưng vẫn chưa đến mức ức chế các hoạt động của vi khuẩn

Xét pH đạt giá trị cực đại của các nghiệm thức qua các ngày bố trí thí nghiệm thì ngày 3 là ngày tất cả các nghiệm thức đều đạt giá trị cao nhất, trong đó NT3 đạt giá trị cao nhất của tất cả các nghiệm thức là 9.78 và thấp nhất là NT1: 9.45 Ở các nghiệm thức nước thải mà có tảo thì pH cũng có giá trị khá gần nhau,

do cặp nghiệm thức này đều là môi trường nước thải cá tra nhưng do tỉ lệ khác nhau (NT3 75%, NT4 100%) nên pH có sự chênh lệch không lớn lắm Nhưng sự chênh lệch pH này chủ yếu phụ thuộc vào mật độ và khả năng quang hợp của tảo ở mỗi

NT, vì đây chỉ có một loài tảo nên ta chỉ xét về mật độ NT2 là NT có mật độ tảo cao nhất nên lượng oxy tạo ra cũng nhiều nhất, tiếp theo là các NT nước thải, cuối

C6H12O6 + O2 CO2 + H2O + Q

CO2 + H2O H2CO3

H2CO3 H+ + HCO3-

cùng là NT nước lọc thấp nhất Nếu so sánh giữa các loài tảo khác nhau, thì một số loài tảo lam luôn sống trong môi trường có pH cao hơn các loài tảo khác như Spirulina sống trong môi trường pH từ 9.5 trở lên là tối ưu cho tảo phát triển (Vũ Thành lâm, 2006), so với Chlorella thì thấp hơn từ 8.0 – 9.5

Nhìn chung mức độ dao động của pH trong thời gian bố trí thí nghiệm từ 8.18 – 9.78 đối với các nghiệm thức có chứa tảo thì rất phù hợp cho tảo phát triển Theo Nguyễn Ngọc Mai (2011), thì pH để Chlorella phát triển tốt từ 8.0 - 9.5 ở pH này nguồn carbon vô cơ được tổng hợp nhiều nhất pH của các nghiệm thức có tảo có khoảng biên động khá lớn, nhiều ngày không phải là pH tối ưu cho tảo phát triển nhưng vẫn phù hợp cho sự sống và phát triển bình thường cho tảo Đối với hai NT5

và NT6 pH dao động 7.16 – 7.86 tuy không phải là tối ưu cho vi khuẩn phát triển nhưng vẫn nằm trong khoảng phù hợp cho chúng sống và tăng trưởng

4.1.3 Sự biến động của DO

Oxy hòa tan trong nước sẽ tham gia vào quá trình trao đổi chất, duy trì năng lượng cho quá trình phát triển, sinh sản và tái sản xuất cho các vi sinh vật sống dưới nước (Đặng Kim Chi, 2001) Hàm lượng oxy hòa tan trong nước phụ thuộc vào các yếu tố như áp suất và nhiệt độ Ngoài ra DO còn phụ thuộc vào sự quang hợp của một số loài thực vật sống dưới nước (chủ yếu là tảo) Sau đây là bảng biến động DO trong quá trình thí nghiệm

Ghi chú: NT1: đối chứng, NT2: môi trường Wanle, NT3: 75% nước thải, NT4: 100%

nước thải, NT5: 100% nước thải không có tảo, NT6: 100% nước thải không có tảo và đun sôi.

Hàm lượng oxy hòa tan của các NT trong thời gian bố trí thí nghiệm được thể hiện thông qua bảng trên, nhìn chung trong những ngày đầu bố trí thí nghiệm hàm lượng oxy hòa tan khá thấp ở một vài NT, trong thời gian bố trí thì DO dao động từ 5.02 – 7.69 mg/L

Sau 24 giờ bố trí thí nghiệm thì lượng oxy hòa tan trong nước của các nghiệm thức như sau: NT1: 6.48 mg/L, NT2: 7.24 mg/L, NT3: 6.85 mg/L, NT4: 6.87 mg/L, NT5: 5.42 mg/L, NT6: 5.44 mg/L Do môi trường của các nghiệm thức khác nhau làm mật độ tảo phát triển khác nhau, NT1 là môi trường nước lọc hàm lượng dinh

dưỡng chủ yếu từ nguồn tảo đầu vào nên mật độ tảo không cao (tảo hấp thu CO2

cho ra oxy), NT2 có DO cao nhất 7.24 mg/L vì đây môi trường wanle được pha từ các hóa chất giàu dinh dưỡng nên tảo phát triển rất mạnh Trong các NT nước thải thì NT4 có DO cao hơn các NT khác (do tỉ lệ 100% nước thải), đối với NT5 và NT6

DO rất thấp vì hai môi trường này không có tảo sản xuất oxy, lượng oxy chủ yếu nhờ vào sục khí, bên cạnh đó vi khuẩn còn sử dụng oxy để phân hủy các chất dinh dưỡng nên DO lại càng thấp hơn, nên hàm lượng oxy hòa tan cũng rất khác nhau, như ở phần pH đã nói giữa DO và pH có mối quan hệ theo chiều thuận - nghịch, nếu DO trong nước tăng thì pH cũng tăng theo, nhưng giới hạn của hai chỉ tiêu này phụ thuộc vào sự quang hợp của tảo trong môi trường và sự phụ thuộc này cũng đi theo chiều thuận - nghịch

Sang ngày 2 lượng oxy hòa tan bắt đầu tăng ở tất cả các nghiệm thức, do sinh khối tảo tăng nhanh đã hấp thụ một lượng CO2 đáng kể và cho ra lượng oxy khá cao dẫn đến DO của những ngày này cao hơn DO của các NT chứa tảo đạt giá trị cực đại vào ngày 3 cao nhất là NT2: 7.69 mg/L, tảo phát triển thấp nhất ở NT1 và DO của NT này là 7.17 mg/L, hai NT3, NT4 có DO gần nhau không có chênh lệch nhiều (NT3: 7.36 mg/L và NT4: 7.38 mg/L), trong đó NT4 có DO nhiều hơn NT3, theo chiều thuận của DO thì vào ngày này pH cũng tăng lên đồng loạt ở tất cả các

NT, nó được thể hiện rất rõ ở bảng biến động pH bên trên Một sự liên quan khác trong chiều thuận này đó chính là sự giảm xuống nhanh chóng của các chất dinh dưỡng (N-NO3-, N-NH4+, P-PO43-) được thể hiện rõ ở các bảng biến động bên dưới Tuy nhiên, trong hai ngày này NT5 và NT6 lại có DO thấp nhất trong bố trí thí nghiệm, vì lúc này lượng hữu cơ trong nước thải còn nhiều nên các vi khuẩn không ngừng gia tăng mật độ và thực hiện các quy trình chuyển đổi các chất hữu cơ (nitrat hữu cơ, phosphor hữu cơ) thành các nitrat và phosphat vô cơ, nên lượng oxy hòa tan trong những ngày này được sử dụng nhiều, mà lại không có tảo để sản xuất ra oxy Chính vì thế DO của hai NT này đạt giá trị thấp nhất

Từ ngày 4 cho đến ngày 7 của bố trí thí nghiệm DO của tất cả các NT đều giảm cụ thể NT1: 6.84 xuống 5.17 mg/L, NT2: 7.42 xuống 5.69 mg/L, NT3: 6.66 xuống 5.20 mg/L, NT4: 6.79 xuống 5.23 mg/L Vì các ngày này tảo đã bắt đầu giảm xuống đáng kể do hàm lượng dinh dưỡng đã cạn ở các NT, vì thế lượng oxy của tảo còn sống sản xuất ra không nhiều so với ban đầu, thay vào đó là sự mất oxy liên tục

do các hoạt động của vi khuẩn trong môi trường Riêng NT2 luôn có DO cao hơn từ

1 - 1.2 lần so với các NT kia, vì lượng tảo của NT này luôn đạt mật độ cao nhất Đối với hai NT5 và NT6 có hàm lượng oxy hòa tan cao hơn các NT1, NT3, NT4 vì ở các NT này tảo chết nhiều tạo thành chất hữu cơ vì thế các vi khuẩn phải hoạt động nhiều hơn để chuyển các chất từ hữu cơ sang vô cơ, do đó lượng oxy hòa tan cũng được các vi khuẩn sử dụng nhiều hơn làm cho DO của các NT này thấp hơn hai NT5 và NT6 Đối chiếu với các chỉ tiêu N-NO3-, N-NH4+, P-PO43- trong những ngày

này cũng dần tăng trở lại do dinh dưỡng được chuyển hóa từ xác tảo Còn hai NT5

và NT6 thì đến thời gian này hàm lượng dinh dưỡng của hai NT này cũng đã giảm

đi rất dáng kể, mật độ vi khuẩn cao làm cho thiếu nguồn dinh dưỡng nên hiện tượng

hô hấp nội bào, các vi khuẩn sẽ sử dụng chất dinh dưỡng trong chính bản thân chúng nên ít phụ thuộc vào oxy hòa tan Vì thế DO trong những ngày này cao hơn

so với các NT khác (trừ NT2)

Ở các ngày cuối cùng của thí nghiệm thì lượng oxy hòa tan đã tăng trở lại ở tất

cả các NT mặc dù mức độ tăng không nhiều, nhưng vẫn phù hợp với mật độ tảo tăng trở lại trong những ngày này do các chất dinh dưỡng đã tăng trở lại và được thể hiện thông qua các biểu đồ sinh khối và mật độ bên dưới (hình 4.1, 4.3) Cụ thể cho đến ngày 10 thì DO của các NT như sau: NT1: 6.27 mg/L tăng lên 17.54%, NT2: 6.95 mg/L tăng 9.49%, NT3: 6.4 mg/L tăng 18.75%, NT4: 6.47 mg/L tăng 19.17%

so với ngày 7 Ở đây DO tăng không cao là vì mật độ tảo còn sống rất thấp hơn so với mật độ ban đầu được bỏ vào, vì vậy dù cho tảo Chlorella có khả năng nhân đôi rất nhanh những mật độ vẫn thấp hơn ngày 1, do đó DO của ngày cuối cùng này cũng thấp hơn ngày 1 rất nhiều

Ở ngày 10 thì hai NT5, NT6 có hàm lượng DO lần lượt là 6.24 mg/L và 6.23 mg/L, do hai NT đều khác với mục đích bố trí ban đầu là so sánh sự khác biệt giữa hai NT, nhưng do thao tác thí nghiệm đã làm cho hai NT này không có sự khác biệt lớn về DO trong thời gian bố trí thí nghiệm Do cả hai NT đều có sự hoạt động của

vi khuẩn, bên cạnh đó còn có sự xuất hiện của tảo trong hai NT này vì thế lại có thêm một lượng nhỏ oxy hòa tan được sản sinh ra nên DO lại càng tăng thêm mặc

dù lượng DO này tăng không đáng kể lắm

Nhìn chung DO của các NT trong quá trình bố trí thí nghiệm không cao, thấp nhất vẫn là NT1, cao nhất là NT2, các NT có chứa nước thải thì NT4 có giá trị DO cao nhất, tiếp theo là NT3, sau cùng là hai NT: NT5 và NT6 Và những khoảng biến động của DO rất phù hợp với pH, các chỉ tiêu hóa trong thời gian bố trí thí nghiệm

4.2 Sự biến động các chỉ tiêu N-NO 3 , N-NH 4 + , P-PO 4 3-

4.2.1 Sự biến động của chỉ tiêu N-NO 3

-Trong môi trường nước, Nitơ hòa tan thường ở các dạng amonia tổng số (NH4+

+ NH3), nitrat (NO3-), nitrit (NO2-) Trong đó, hai dạng NH3, NO2-, thường gây độc cho sinh vật Hai dạng còn lại được thực vật và phiêu sinh thực vật sống trong nước

hấp thu (Joseph và ctv., 1993)

Hàm lượng NO3- có ý nghĩa rất quan trọng đối với sự phát triển của thủy sinh vật Tuy nhiên nếu hàm lượng cao quá mức cho phép sẽ là một trong những nguyên nhân gây ra sự nở hoa cho tảo

Đối với tảo Chlorella nitrat đóng vai trò rất quan trọng nếu thiếu nitrat thì chúng sẽ không sinh sống và phát triển được Dưới đây là sự biến động của nitrat trong quá trình bố trí thí nghiệm