so sánh sự hấp thu đạm và lân trong môi trường nuôi thâm canh cá tra (pangasianodon hypophthalmus) của tảo chlorella sp. vàspirulina sp.

Lượng chất hữu cơ dư thừa sẽ làm cho môi trường ao nuôi bị phú dưỡng, các loài tảo phát triển với mật độ cao làm thiếu oxy cho cá và gây ra hiện tượng nở hoa làm độc môi trường.. thu sin

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ KHOA MÔI TRƯỜNG VÀ TÀI NGYÊN THIÊN NHIÊN

BỘ MÔN KHOA HỌC MÔI TRƯỜNG

PHÊ DUYỆT CỦA HỘI ĐỒNG

Luận văn sau đây, với tựa đề là “So sánh sự hấp thu đạm và lân trong môi trường nuôi thâm canh cá tra (Pangasianodon hypophthalmus) của tảo Chlorella sp và Spirulina sp.” Do Hồ Thanh Paul thực hiện và báo cáo đã

được hội đồng chấm luận văn thông qua

Cán bộ hướng dẫn

ThS Trần Chấn Bắc

LỜI CẢM TẠ

Đầu tiên, tôi xin gửi lời cám ơn chân thành đến quý thầy cô trường Đại học Cần Thơ, đặc biệt là quý thầy cô trong bộ môn Khoa học Môi Trường – Khoa Môi Trường & TNTN đã tận tình giảng dạy và truyền đạt những kiến thức, kinh nghiệm quý báu cho tôi trong suốt thời gian học tập và nghiên cứu dưới mái trường đại học

Xin tỏ lòng biết ơn sâu sắc đến thầy Trần Chấn Bắc – người đã tạo điều kiện cho tôi vượt qua những khó khăn trong nghiên cứu cũng như việc thầy đã truyền đạt cho tôi những kiến thức quý báu, luôn dìu dắt, quan tâm, tận tình giúp đỡ tôi hoàn thành tốt luận văn tốt nghiệp

Cuối cùng tôi xin bày tỏ lòng biết ơn đến gia đình, những người thân và tất cả các bạn bè, đặc biệt là tập thể lớp khoa học môi trường khóa 36 đã động viên, chia sẻ, hỗ trợ và giúp đỡ tôi trong suốt quá trình học tập trên giảng đường đại học và hoàn thành luận văn tốt nghiệp

Cần Thơ, ngày 3 tháng 12 năm 2013

Hồ Thanh Paul

TÓM LƯỢC

Đề tài “ So sánh sự hấp thu đạm và lân trong môi trường nuôi thâm canh cá tra (Pangasianodon hypophthalmus) của tảo Chlorella sp và Spirulina sp.” được thực hiện từ tháng 8 đến tháng 12/2013 tại khoa Môi

trường và Tài nguyên thiên nhiên – Trường Đại học Cần Thơ Thí nghiệm được bố trí với 3 nghiệm thức: nghiệm thức 1: bể nuôi cá tra không có tảo,

nghiệm thức 2 bể nuôi cá tra với 10g tảo Spirulina sp., nghiệm thức 3: bể nuôi

cá tra với 10g tảo Chlorella sp Theo dõi trong 15 ngày, đo đạc các chỉ tiêu:

nhiệt độ, pH mỗi ngày vào sáng và chiều; DO được đo vào mỗi buổi sáng Thu mẫu phân tích các chỉ tiêu: NO2-N, NO3-N, NH4-N, TKN, PO43-, TP mỗi ngày; mật độ tảo được thu mẫu chu kỳ theo các ngày 0, 2, 5, 8, 11, 14

Việc bố trí cùng khối lượng tảo Spirulina sp và Chlorella sp nhằm tìm ra loại

tảo hấp thu tốt nhất hàm lượng đạm và lân trong diều kiện thí nghiệm Kết quả

cho thấy cả hai loại tảo Spirulina sp và Chlorella sp đều chưa thích nghi Tảo Chlorella sp hấp thu PO43- tốt hơn Spirulina sp và Spirulina sp hấp thu NH4+

tốt hơn Chlorella sp trong điều kiện thí nghiệm

Từ khóa: Hấp thu, đạm lân, Chlorella sp., Chlorella sp., cá tra

MỤC LỤC

PHÊ DUYỆT CỦA HỘI ĐỒNG i

LỜI CẢM TẠ ii

TÓM LƯỢC iii

MỤC LỤC iv

DANH SÁCH BẢNG vi

DANH SÁCH HÌNH vii

CHƯƠNG IMỞ ĐẦU 1

CHƯƠNG IILƯỢC KHẢO TÀI LIỆU 3

2.1 Tổng quan về tảo Chlorella sp 3

2.1.1 Đặc điểm phân loại 3

2.1.2 Hình thái, cấu tạo 3

2.1.3 Thành phần dinh dưỡng 4

2.1.4 Đặc điểm sinh trưởng và phát triển của tảo Chlorella sp 5

2.1.5 Một số yếu tố ảnh hưởng đến sự sinh trưởng và phát triển của tảo 6

2.1.6 Khả năng sử dụng tảo Chlorella sp 9

2.1.7 Ứng dụng của tảo Chlorella sp 10

2.1.8 Một số hình thức nuôi tảo 10

2.2 Tổng quan về tảo Spirulina sp 11

2.2.1 Đặc điểm phân loại của tảo Spirulina sp 11

2.2.2 Hình thái cấu tạo của tảo Spirulina sp 12

2.2.3 Thành phần dinh dưỡng 13

2.2.4 Đặc điểm sinh sản, sinh trưởng và phát triển của tảo Spirulina sp

16

2.2.5 Các yếu tố ảnh hưởng đến sự phát triển của tảo Spirulina sp 18

2.2.6 Điều kiện môi trường nuôi trồng tảo Spirulina sp 21

2.2.7 Công nghệ nuôi trồng tảo Spirulina sp trên thế giới 22

2.2.8 Khả năng sử dụng tảo Spirulina sp 23

2.2.9 Ứng dụng của tảo Spirulina sp 25

2.3 Biến động môi trường nước trong ao nuôi thâm canh cá tra 25

2.3.1 Một số nguyên nhân gây ô nhiễm nguồn nước từ việc nuôi cá tra 27 CHƯƠNG III PHƯƠNG TIỆN VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 29

3.1 Thời gian và địa điểm nghiên cứu 29

3.2 Phương tiện nghiên cứu 29

3.2.1 Vật liệu 29

3.2.2 Hóa chất 29

3.2.3 Nguồn giống 30

3.3 Phương pháp nghiên cứu 30

3.3.1 Bố trí thí nghiệm 30

3.3.2 Chu kỳ thu mẫu 31

3.3.3 Phương pháp thu mẫu và bảo quản mẫu 31

3.3.4 Phương pháp phân tích 32

3.4 Phương pháp xử lý số liệu 33

CHƯƠNG IVKẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 34

4.1 Sự biến động nhiệt độ, pH và DO theo thời gian 34

4.1.1 Biến động của nhiệt độ theo thời gian 34

4.1.2 Biến động của pH theo thời gian 35

4.1.3 Biến động của DO theo thời gian 36

4.2 Sự biến động mật độ và trọng lượng tươi của tảo Spirulina sp và Chlorella sp theo thời gian 36

4.2.1 Sự biến động mật độ tảo Spirulina sp và Chlorella sp theo thời gian 36

4.2.2 Sự biến động trọng lượng tươi của tảo Spirulina sp và Chlorella sp theo thời gian 39

Trọng lượng tươi tỉ lệ thuận với mật độ tảo, mật độ tảo tăng kéo theo trọng lương tươi tăng và ngược lại 39

4.3 Khả năng hấp thu đạm của tảo Spirulina sp và Chlorella sp 39

4.3.1 Nitrite (NO2- ) 39

4.3.2 Nitrate (NO3- ) 41

4.3.3 Amonia (NH4+) 42

4.3.4 TKN 44

4.4 Khả năng hấp thu lân của tảo Spirulina sp và Chlorella sp 45

4.4.1 Lân hoà tan (PO43-) 45

4.4.2 Tổng lân (TP) 47

CHƯƠNG VKẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 49

5.1 Kết luận 49

5.2 Đề xuất 49 TÀI LIỆU THAM KHẢO

PHỤ LỤC

DANH SÁCH BẢNG

Bảng 2.1: Thành phần hóa học của Chlorella sp 4

Bảng 2.2: Thành phần hóa học của tảo Spirulina sp 14

Bảng 2.3: Thành phần vitamin của tảo Spirulina sp 15

Bảng 2.4: Thành phần khoáng của tảo Spirulina sp 15

Bảng 2.5: Thành phần acid amin của tảo Spirulina sp 16

Bảng 2.6: So sánh hệ thống nuôi tảo Spirulina sp (hệ thống hở và kín) 23

Bảng 3.1: Bảng nghiệm thức bố trí thí nghiệm 31

Bảng 4.1: Biến động nhiệt độ của các nghiệm thức theo thời gian (sáng) (TB) 34

Bảng 4.2: Biến động nhiệt độ của các nghiệm thức theo thời gian (chiều) (TB) 34

Bảng 4.3: Biến động pH của các nghiệm thức theo thời gian (sáng) (TB) 35

Bảng 4.4: Biến động pH của các nghiệm thức theo thời gian (chiều) (TB) 35

Bảng 4.5: Biến động DO của các nghiệm thức theo thời gian (TB) 36

Bảng 4.6: Biến động trọng lượng tươi của tảo Spirulina sp và Chlorella sp theo thời gian 39

DANH SÁCH HÌNH

Hình 2.1: Hình thái cấu tạo của Chlorella sp 3

Hình 2.2: Các giai đoạn phát triển của tảo Chlorella sp 5

Hình 2.3: Hình thái cấu tạo của tảo Spirulina sp 12

Hình 2.4: Chu kì phát triển của tảo Spirulina sp 17

Hình 3.1: Sơ đồ bể thí nghiệm 31

Hình 4.1: Biến động mật độ tảo Spirulina sp theo thời gian (TB) 37

Hình 4.2: Biến động mật độ tảo Chlorella sp theo thời gian (TB) 38

Hình 4.3: Biến động hàm lượng NO2-N theo thời gian (TB) 40

Hình 4.4: Biến động hàm lượng NO3-N theo thời gian (TB) 42

Hình 4.5: Biến động hàm lượng NH4-N theo thời gian (TB) 43

Hình 4.6: Biến động hàm lượng TKN theo thời gian (TB) 44

Hình 4.7: Biến động hàm lượng PO43- theo thời gian (TB) 46

Hình 4.8: Biến động hàm lượng TP theo thời gian (TB) 47

CHƯƠNG I

MỞ ĐẦU

Nghề nuôi cá tra góp phần không nhỏ đến sự phát triển kinh tế - xã hội của vùng đồng bằng sông Cửu Long (ĐBSCL nói riêng và của cả nước nói chung Thống kê báo cáo của các địa phương, tính đến ngày 20/6/2012 toàn vùng ĐBSCL hiện đang nuôi thả 4.541 ha, diện tích thu hoạch 2.001 ha đạt sản lượng 533.352 tấn, so với cùng kỳ năm 2011, diện tích nuôi tăng 66,5%, diện tích thu hoạch tăng 94,1%, sản lượng tăng 77,1% (Bộ Nông nghiệp và Phát triển nông thôn, 2012)

Tuy nhiên, thực tế đã cho thấy nuôi cá theo hình thức thâm canh đã có tác động rất lớn đến môi trường do thức ăn dư thừa, chất thải dạng phân và chất bài tiết bị tích góp lại trong nước và nền đáy Theo tính toán chỉ khoảng 20% lượng thức ăn khô được chuyển vào thành trọng lượng cá còn lại là do dư thừa, bài tiết và đặc biệt được thải ra theo con đường tiêu hóa Các nghiên cứu của Boyd (1985), Gross và cộng sự (1998) (trích bởi Dương Công Chinh và Đồng An Thụy, 2008) cho thấy cá da trơn chỉ hấp thu được 27 - 30% nitrogen,

16 – 30% phosphor và khoảng 25% chất hữu cơ đưa vào từ thức ăn Các

nghiên cứu của Yang et al (2004) khi thử nghiệm nuôi cá da trơn trong 90

ngày cho thấy cá chỉ hấp thu được khoảng 37% hàm lượng N và 45% hàm lượng P trong thức ăn cho vào ao nuôi Lượng chất hữu cơ dư thừa sẽ làm cho môi trường ao nuôi bị phú dưỡng, các loài tảo phát triển với mật độ cao làm thiếu oxy cho cá và gây ra hiện tượng nở hoa làm độc môi trường Các hộ nuôi không có biện pháp xử lý nước thải, nước thải hầu hết thải ra sông, gây ảnh hưởng đến sức khoẻ người dân xung quanh, khi nguồn nước trong ao bị ô nhiễm hoặc cá trong ao bị bệnh thải ra môi trường thì những hộ nuôi xung quanh sử dụng nguồn nước đó cung cấp trở lại cho ao nuôi cá làm cho tỷ lệ hao hụt cá nuôi rất cao Vì thế, vấn đề ô nhiễm môi trường là một thách thức lớn đòi hỏi cần phải giải quyết cấp bách trong lĩnh vực nuôi trồng thủy sản hiện nay

Đã có nhiều công trình nghiên cứu về khả năng hấp thu đạm và lân của

tảo Chlorella sp và Spirulina sp như nghiên cứu của Võ Thị Kiều Thanh,

Nguyễn Duy Tân, Vũ Thị Lan Anh, Phùng Huy Huấn (2012) cho thấy sau 9

ngày nuôi tảo Chlorella sp bằng nước thải từ quá trình chăn nuôi lợn sau xử

lý bằng UASB, hàm lượng Nitơ tổng số giảm 87,4-90,18% hàm lượng phospho tổng số xuống 47,7-56,15% Nghiên cứu của Dương Thị Hoàng Oanh, Vũ Ngọc Út, Nguyễn Thị Kim Liên (2013) cho thấy khi xử lý nước thải

ao cá tra bằng tảo Spirulina platensis hàm lượng NO3- sau 15 ngày thí nghiệm

giảm 66,6% Hàm lượng PO43- cũng giảm đáng kể (giảm 98,35%) Tuy nhiên các nghiên cứu này được thực hiện trên mô hình, đối tượng và thời gian khác

nhau nên chưa so sánh được khả năng hấp thu đạm và lân của tảo Chlorella

sp và tảo Spirulina sp

Vì thế đề tài “So sánh sự hấp thu đạm và lân trong môi trường nuôi

thâm canh cá tra (Pangasianodon hypophthalmus) của tảo Chlorella sp và Spirulina sp ” được thực hiện

Nội dung nghiên cứu

Xác định đạm và lân sau mỗi lần thu mẫu

So sánh khả năng xử lý đạm và lân trong nước ao nuôi thâm canh cá tra

của tảo Chlorella sp và Spirulina sp

CHƯƠNG II LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU

2.1 Tổng quan về tảo Chlorella sp

Tảo Chlorella là một trong những loài tảo được phân loại đầu tiên từ

năm 1980, trong tự nhiên chúng phân bố ở cả thủy vực nước ngọt và nước lợ Chlorella là loài tảo có giá trị dinh dưỡng cao thường được sử dụng làm thực phẩm cho con người, trong nuôi trồng thủy sản và chăn nuôi

2.1.1 Đặc điểm phân loại

Ngành: Chlorophyta

Lớp: Chlorophyceae

Bộ: Chlorococales Họ: Chlorellaceae

Giống: Chlorella sp

(Nguồn: Bold và Wyne, 1978)

2.1.2 Hình thái, cấu tạo

Chlorella là loại tảo đơn bào không có tiêm mao, không có không bào

co rút nhưng có nhân nằm ở giữa, không có khả năng di chuyển chủ động Tế bào có dạng hình oval Kích cở tế bào từ 2-10 µm tùy theo điều kiện môi trường và điều kiện phát triển, tế bào có vách cellulose bao bọc, tế bào lục lạp

có dạng hình chén và có một hạt tạo tinh bột, một vài loài không có hạt tạo tinh bột Tảo chịu được những tác động cơ học nhẹ Sự thay đổi của các điều kiện môi trường như ánh sáng, nhiệt độ, thành phần các chất hóa học trong môi trường sẽ ảnh hưởng đến hình thái và chất lượng tế bào tảo (Trần Văn Vỹ, 1995)

Hình 2.1: Hình thái cấu tạo của Chlorella sp

Trong những năm của thập niên 1940, hai nhà nghiên cứu Jorgensen và

Convit, dùng tảo Chlorella sp cho 80 bệnh nhân hủi ở Venezuela Thể chất

của các bệnh nhân đã được cải thiện, đó là bằng chứng có lợi cho sức khỏe của

tảo Chlorella sp Mở ra một triển vọng lớn cho một loại thức ăn mới bổ

dưỡng và có giá trị y học Thập niên 50 của thế kỷ 20, tảo được ứng dụng làm thức ăn và thuốc của con người Người Nhật là những người tiên phong, và ăn tảo trở thành một xu hướng ở nước này Những năm 1950 và 1960, người ta

đã nuôi sinh khối tảo ở nhiều quốc gia như: Mỹ, Liên Ban Xô Viết, Nhật, Đức, Israel Một nhóm nghiên cứu đứng đầu là Dr Dam kết luận rằng người khỏe mạnh có thể sử dụng tảo làm nguồn cung cấp protein chính yếu cho cơ thể (90 – 95% nhu cầu protein) trong vòng 20 ngày

Bảng 2.1: Thành phần hóa học của Chlorella sp

2.1.4 Đặc điểm sinh trưởng và phát triển của tảo Chlorella sp

- Đặc điểm sinh trưởng

Theo Tamiya (1963) (trích bởi Sharma, 1998) vòng dời của tảo

Chlorella sp chia thành 4 giai đoạn:

+ Giai đoạn tăng trưởng: ở giai đoạn này các tự bào tử sẽ tăng nhanh

về kích thước nhờ sản phẩm sinh tổng hợp

+ Giai đoạn bắt đầu chín: tế bào mẹ bắt đầu quá trình phân chia

+ Giai đoạn chín mùi: tế bào nhân lên trong điều kiện có ánh sáng hoặc trong bóng tối

+ Giai đoạn phân cắt: tế bào mẹ bị phá vỡ ra, các tự bào tử được phóng thích ra ngoài

- Đặc điểm sinh sản

Tảo Chlorella sp sinh sản nhanh, trong 3 giờ có khả năng gấp đôi mật

độ Tảo Chlorella sp không có hiện tượng sinh sản hữu tính Quá trình sinh

sản được hình thành nhờ sự hình thành trong cơ thể mẹ các bào tử Tùy theo loài tảo và điều kiện môi trường mà số lượng các loại bào tử có thể là 2, 4, 6,

8, 16, 32 (thậm chí có trường hợp tạo ra 64 tự bào tử ) sau khi kết thúc sự phân chia, bào tử tự tách khỏi cơ thể mẹ bằng cách phá hoại màng tế bào cơ thể mẹ Các tế bào này lớn lên và phát triển đến giai đoạn chín sinh dục, toàn bộ chu trình lập lại từ đầu (Trần Văn Vỹ, 1995)

- Giai đoạn phát triển của quần thể tảo

Theo Tamiya, 1963 (trích bởi Sharma, 1998) trong khi nghiên cứu vòng

đời của Chlorella sp chia làm 4 giai đoạn:

+ Giai đoạn tăng trưởng: ở giai đoạn này các tự bào tử sẽ tăng nhanh

về kích thước nhờ các sản phẩm sinh tổng hợp

+ Giai đoạn bắt đầu chín: tế bào mẹ chuẩn bị quá trình phân chia + Giai đoạn chín mùi: tế bào nhân lên trong điều kiện có ánh sáng hoặc trong bóng tối

+ Giai đoạn phân cắt: màng tế bào mẹ bị vỡ ra, các tự bào tử được phóng thích ra ngoài

Theo Trần Thị Thanh Hiền và ctv (2003), với chế độ dinh dưỡng thích

hợp và điều kiện lý học thuận lợi quá trình sinh trưởng của tảo trải qua các giai đoạn sau:

(Coutteau, 1996)

Hình 2.2: Các giai đoạn phát triển của tảo Chlorella sp

1) Pha chậm: Do sự giảm trao đổi chất của tảo giống, tế bào gia tăng kích thước nhưng không có sự phân chia

2) Pha tăng trưởng: tế bào phân chia rất nhanh và liên tục, tùy thuộc vào kích thước tế bào, cường độ ánh sáng, nhiệt độ…

3) Pha tăng trưởng chậm: sự sinh trưởng của tảo bị ức chế do sự thay đổi một yếu tố nào đó

4) Pha quân bình: sự cân bằng được tạo ra giữa tốc độ tăng trưởng và các nhân tố giới hạn

5) Pha suy tàn: do dinh dưỡng cạn kiệt, tảo bị suy tàn

2.1.5 Một số yếu tố ảnh hưởng đến sự sinh trưởng và phát triển của tảo

a Ánh sáng

Cũng như các loài thực vật khác, tảo cũng cần ánh sáng cho quá trình quang tổng hợp vật chất hữu cơ từ carbondiocide Cường độ ánh sáng thích hợp thay đổi rất lớn tùy theo điều kiện nuôi Nuôi trong bình thủy tinh, dung tích nhỏ cần cường độ ánh sáng khoảng 1.000 lux, với bể nuôi lớn cường độ ánh sáng cũng lớn khoảng 5.000 – 10.000 lux Sử dụng ánh sáng nhân tạo thì

thời gian chiếu sáng ít nhất 18 giờ/ngày Nuôi tảo Chlorella sp trong quy trình

nước xanh cải tiến bằng cá rô phi, cường độ ánh sáng cần khoảng 4.000 –

30.000 lux (Nguyễn Thanh Phương và ctv, 2003)

b Nhiệt độ

Mỗi loài tảo có khoảng nhiệt độ thích hợp khác nhau Nhưng nhìn chung nhiệt độ tối ưu để nuôi tảo dao động trong khoảng 23-30oC tùy theo loài

(Trương Sĩ Kỳ, 2004) Tuy nhiên, nhiệt độ thích hợp cho tảo Chlorella sp

Thời gian nuôi

thích hợp là 25-35oC nhưng tảo có thể chịu đựng nhiệt độ 37oC (Liao và ctv,

1983) Nhiệt độ dưới 100C hoặc trên 37oC đều ảnh hưởng đến sự phát triển của tảo Theo Semenenko (1969) (trích bởi Oh-Hama and Miyachi, 1986) khi quan

sát tảo Chlorella sp cho rằng khi di chuyển từ nhiệt độ 37oC đến 43oC thì tốc

độ gia tăng tế bào giảm nhanh chóng khi hoạt động quang tổng hợp vẫn tiếp tục trong một khoảng thời gian nhất định Đồng thời thành phần sinh hóa của tảo cũng thay đổi rất lớn sinh tổng hợp carbohydrate tăng nhanh làm cho hàm lượng của chúng đạt đến 45% trọng lượng khô và hàm lượng protein giảm từ 43% còn 18% trong thời gian 14 giờ Theo Trần Thị Thủy (2008) nhiệt độ tối

ưu cho tảo Chlorella sp phát triển là 34oC

c pH

Giới hạn pH cho sự phát triển của các loài tảo từ 7 – 9 nhưng thích hợp trong khoảng từ 8,2 – 8,7 Nếu pH thay đổi lớn có thể làm cho tảo bị tàn lụi (Nguyễn Thanh Phương, 1998) Trong trường hợp nuôi tảo có mật độ cao thì

bổ sung CO2 nhằm ổn định pH dưới 9 trong suốt quá trình phát triển của tảo là

cần thiết, pH thích hợp cho tảo Chlorella sp phát triển tốt nhất từ 8 - 9 (Trần

Thị Thủy, 2008)

Khi amonium hoặc nitrate được sử dụng như nguồn cung cấp nitơ cho tảo sẽ dẫn đến sự biến đổi pH của môi trường Sự hấp thụ ion NO3- sẽ dẫn đến tăng pH của môi trường ngược lại sự hấp thụ NH4+ sẽ làm giảm pH

d Sục khí

Trong nuôi cấy tảo, việc cung cấp khí có vai trò quan trọng trước mắt là

sự đảo trộn để tránh trường hợp để tảo bị lắng xuống đáy Đảm bảo cho tế bào tảo đều hấp thụ ánh sáng và dinh dưỡng đầy đủ Mặt khác CO2 trong khí quyển chiếm khoảng 0.03% cần thiết cho quá trình quang hợp cũng như ổn định pH (trong trường hợp nuôi tăng sản lượng với mật độ cao cần bổ sung

CO2) Hơn nữa, sục khí cung cấp O2 cho quá trình hô hấp của tảo, nó cũng giúp hạn chế sự phân tầng nhiệt độ, sự kết tủa của kim loại nặng cũng như sự lắng đáy và dẫn đến tình trạng thối rữa các hợp chất hữu cơ Thí nghiệm về

sục khí trong bể nuôi Chlorella sp của Persoone và Pauw (1980), nhận xét

giữa các chế độ sục khí kiên tục, bán liên tục và không sục khí đã nhận thấy năng suất tảo của bể sục khí cao hơn 30% so với bể không sục khí

e Dinh dưỡng

Trong quá trình quang hợp, thực vật cần nhiều chất dinh dưỡng để tổng hợp chất hữu cơ và sinh trưởng, trong số các nguyên tố cần thiết cho thực vật thì có vài nguyên tố có thể đáp ứng đủ nhu cầu (O2 và H2), các nguyên tố còn

lại đều có hàm lượng rất thấp so với nhu cầu của thực vật Do đó, thực vật thường hấp thu và dự trữ các nguyên tố C và O2 để phục vụ cho quá trình sinh trưởng cũng như tổng hợp chất hữu cơ Bên cạnh carbon, nitơ và phosphor là hai nguồn dinh dưỡng cần thiết cho quá trình phát triển của tảo và tỷ lệ N/P thường được đề nghị là

- Đạm

Đối với Chlorella sp các dạng đạm thường được hấp thu là amonium,

nitrat và urea Trong đó amonium cho kết quả tốt nhất (Iriarte, 1991) Trường

hợp môi trường có amonium, nitrate và urea thì Chlorella sp sẽ sử dụng

amonium trước tiên còn nitrat và urea sẽ được chuyển hóa thành amonium trước khi kết hợp vào thành phần hữu cơ Việc bổ sung amonium vào tế bào tảo khi đang hấp thu nitrat thì lập tức hạn chế hoàn toàn quá trình này Sự hấp thu amonium là nguyên nhân hạn chế việc hấp thu nitrat Amonium không ảnh hưởng đến sự tổng hợp tiền thể của enzyme nitrat nhưng amonium và các sản phẩm chuyển hóa của nó dường như ngăn cản kết nối tiền thể protein vào trong enzyme hoạt hóa bằng cách hạn chế quá trình tổng hợp protein cần thiết cho sự kết nối này (Oh-Hama và Myjachi, 1986)

Chlorella sp có thể sử dụng nguồn urea khi nó có thể là nguồn cung

cấp đạm duy nhất theo Roon (1968) (trích bởi Oh-Hama 1998) khi chuyển

N-NO3- thành NH4+ đòi hỏi nguồn năng lượng và enzyme khử nitrat Tương tự theo nghiên cứu của Ojeda (1986), về sự phát triển và thành phần hóa học của

3 loại tảo sử dụng 4 nguồn nitơ khác nhau Ông nhận thấy khi sử dụng nguồn

nitrat là urea trong khi Chlorella sp có tốc độ phát triển cao ở giai đoạn tăng

trưởng khi sử dụng amonium

- Lân

Lân là một trong những nguyên tố chính trong thành phần của tảo Lân

có vai trò chính trong đa số các quá trình xảy ra trong tế bào tảo đặc biệt là quá trình chuyển hóa năng lượng và tổng hợp acid nucleic Giống như đạm, lân cũng là yếu tố giới hạn sinh trưởng của tảo Tảo sử dụng chủ yếu là phosphor vô cơ, phosphor hữu cơ thường được thủy phân bởi các enzyme ngoại bào như phosphoesterase, phosphatase để chuyển sang dạng phospho vô

cơ dễ tiêu Việc hấp thu lân ở tảo được kích thích bởi ánh sáng

Lân thường tồn tại ở hai dạng phosphor vô cơ (DIP) hoặc phospho hữu

cơ hòa tan (DOP) Hầu hết phosphor hòa tan là DOP DIP thường ở dạng orthophosphat (PO43-) một ít monophosphat (HPO42-) và dihydrogen phosphat (H2PO4-) Tảo chỉ có thể sử dụng phosphat hữu cơ hòa tan Khi môi trường thiếu phosphat hữu cơ hòa tan, tảo có thể tiết ra enzyme alkaline phosphatase,

đây là một enzyme ngoại bào có khả năng giải phóng phosphate trong phạm vi chất hữu cơ Hơn nữa, khi hàm lượng phosphate hữu cơ hòa tan biến động trong khoảng thời gian ngắn thì tảo có thể hấp thu và dư trữ phosphate dưới dạng polyphosphate trong tế bào Trong thời gian biến động, một tế bào tảo có thể dự trữ phosphate đủ cho sự phân chia 20 tế bào

Vitamin B 12

Theo Maruyama et al (1980), thì khả năng hấp thu B12 của tảo

Chlorella nước ngọt phụ thuộc vào điều kiện nuôi cấy Ở Chlorella vulgaris

K-22 tích trữ B12 trong cấu trúc tế bào với trữ lượng từ 0.2-1100 µm/100g Vitamin B12 có thể được giữ lại trong tế bào trong đảm bảo đến 30 ngày trong điều kiện lạnh và 3 ngày nếu giữ tảo trong nước biển nhân tạo

2.1.6 Khả năng sử dụng tảo Chlorella sp

a Nuôi tảo Chlorella sp thu sinh khối

Trong thủy sản và chăn nuôi, Chlorella là thức ăn lý tưởng cho luân trùng, có khả năng tăng sinh khối cho luân trùng nhanh trong điều kiện ương nuôi cũng như đảm bảo dinh dưỡng trong luân trùng đầy đủ cho các ấu trùng

cá, cua,… khi các khả năng bắt mồi và tốc độ tiêu hóa của ấu trùng Strombus gigas (nhuyễn thể) đối với 8 loài tảo Theo Aranda và ctv (1994), nhận thấy khả năng bắt mồi của ấu trùng đối với Chlorella cao hơn so với các loài tảo khác như Isochrysis aff galbana, Dunaliella tertiolecta, Chlamydomonas coccoides, Traselmis fluviatilis và Tetraselmis suecica Khả năng tiêu hóa bắt đầu sau khi ăn 1giờ với tốc độ tiêu hóa của Chlorella nhanh hơn Dunaliella tertiolecta và Tetraselmis fluviatilis Ngoài ra Chlorella còn được sử dụng

trong hệ thống nước xanh khi ương nuôi các ấu trùng tôm càng xanh, ấu trùng

cua biển, và các ấu trùng các loại cá biển như cá măng (Chanos chanos) Sự

bổ sung tảo vào bể ương ấu trùng tôm càng xanh sẽ cung cấp một số thành phần vi lượng hòa tan trong nước những dinh dưỡng cần thiết không có trong thức ăn Mặt khác hạn chế được khả năng gây bệnh từ vi khuẩn nhờ sự phát triển của tảo trong bể ương Chlorella với giá trị dinh dưỡng cao có thể sử dụng như một nguồn protein thay thế cho nguồn protein thông thường trong thức ăn cho động vật nuôi

Công nghệ sản xuất đại trà Chlorella: những thực nghiệm nuôi trồng đại trà Chlorella bắt đầu ở Đức vào những năm 1940 sau khi người ta nhận thấy tế bào tảo này có tới 50% protein trong sinh khối khô Đầu những năm 1950, các nhà khoa học Mỹ cho thấy hàm lượng chất béo và protein trong Chlorella thay đổi theo điều kiện nuôi và môi trường và đã xây dựng một số nơi nuôi đại trà tảo Năm 1957, Tamiay đã công bố công trình liên quan đến nuôi trồng

Chlorella ở Nhật Bản Nhật Bản được xem như quốc gia đầu tiên sản xuất và khinh doanh Chlorella dưới dạng thức ăn bổ dưỡng và tác nhân kích thích sinh trưởng (Đặng Đình Kim và Đặng Hoàng Phước Điền, 1999)

b Nuôi tảo Chlorella sp để xử lý nước thải

Theo Benerman (2009), nuôi tảo Chlorella sp để phục vụ cho chất đốt

sinh học nói chung và sự khai thác dầu nói riêng không phải là một viễn cảnh

Ngoài ra tảo Chlorella sp cũng có vai trò trong việc xử lý nước thải, tảo sẽ

loại bỏ nitơ và phosphor ra khỏi môi trường nước

Một số thí nghiệm đã được tiến hành để kiểm tra sự chuyển hóa đạm

(TN) và phosphor (TP) ra khỏi môi trường nước thải bằng tảo Chlorella như

thí nghiệm của Gozalez (1997) (trích dẫn bởi Trần Sương Ngọc, 2003) Tác

giả là người đã phát hiện ra Chlorella vulgaris và Scenedesmus dimorphus hấp

thu 95% NH4+ và TP 50% trong nước thải Tảo được nuôi trong các ống hình

trụ và bình tam giác, cho thấy giai đoạn đầu Scenedesmus có hiệu quả xử lý tốt

hơn trong loại bỏ dinh dưỡng nhưng thời kỳ cuối thí nghiệm thì tương tự nhau Thí nghiệm cho thấy có thể dùng tảo Chlorella này để xử lý nước thải trên các sông ở Colombia

Sreesai and Pakpain (2007), đã nghiên cứu khả năng loại bỏ dinh dưỡng

ra khỏi nước thải từ tảo Chlorella vulgaris, qua việc đo hàm lượng TN và TP

Sự loại bỏ dinh dưỡng cao nhất ở nghiệm thức nuôi tự nhiên và lượng TN và

TP được loại bỏ khỏi môi trường nước lần lượt là 88% và 68%

2.1.7 Ứng dụng của tảo Chlorella sp

Theo John R Benemann (2009) có nhiều phương cách để nuôi tảo như

hệ thống hở, kín, nuôi trong ao, bình, túi diện tích nuôi rất đa dạng phụ thuộc vào sự đầu tư, mục đích nuôi và nhiều yếu tố khác

Nuôi với hệ thống mở thì rất dễ bị tạp nhiễm bởi nhiều tác nhân như tạp đoàn tảo khác, amíp, nấm Hệ thống kín thì phải chú ý vấn đề nhiệt độ

* Hệ thống ao mở, nước chảy, mực nước thấp, ao kết hợp với hệ thống khác

Trong hệ thống nước chảy, độ sâu mực nước từ 6 – 16 inches (15 – 40cm), được xây dựng bằng xi măng hay plastic, diện tích khoảng 0,5ha, có

kết hợp với cánh quạt Hệ thống này để nuôi tảo Spirulina, Dunaliella salina, Chlorella vulgaris và Haematococcus pluvialis (cho astaxanthin) Các ao hình tròn ở Nhật và viễn Đông để sản xuất Chlorella (ao có quy mô 1000m2, ¼ ha /ao)

* Hệ thống kín

Được thiết kế hình ống có đường kín 5cm cố định, hoặc được thiết kế dạng túi có đường kín thay đổi, thông thường khoảng 10cm Có nhiều kiểu thiết kế khác như: kiểu vòm, kiểu bán cầu, túi treo, màng phẳng

2.2 Tổng quan về tảo Spirulina sp

Spirulina là một loại vi tảo dạng sợi xoắn màu xanh lam có tên khoa

học là arthrospira platensis, mắt thường không thể nhìn thấy được Qua kính

hiển vi, chúng có dạng xoắn như lò xo nên đôi khi còn được gọi là tảo xoắn Ở Việt Nam, tảo Spirulina có ở các thủy vực khác nhau như: sông, ao, hồ, ruộng lúa, vùng nước,…và được nuôi trồng ở công ty cổ phần nước khoáng Vĩnh Hảo (tỉnh Bình Thuận), và một số cơ sở ở Bình Chánh và TP Hồ Chí Minh

2.2.1 Đặc điểm phân loại của tảo Spirulina sp

Ngành (phylum): Cyanophyta

Lớp (class): Cyanophyceae

Bộ (ordo): Oscillatoriales

Họ (familia): Oscillatoriaceae Chi (genus): Spirulina

(Nguyễn Đức Lượng, 2002)

Chi Spirulina đã được phát hiện khoảng 35 loài, hai loài có nguồn gốc

châu Phi và Nam Mỹ là: Spirulina geitleri và Spirulina platensis được nghiên cứu nhiều nhất Ở Việt Nam, giống được nghiên cứu đầu tiên là Spirulina platensis, do Pháp cung cấp được lưu giữ ở Viện sinh vật học Cũng theo khảo

sát của viện này, ở nước ta đã thấy 10 loài Spirulina Các loài Spirulina trên sống tự nhiên trong ao, hồ, ruộng lúa, sông ngòi, đơn độc hay kết thành đám trên mặt nước

Thực ra, đây không phải là một sinh vật thuộc Tảo vì tảo thuộc nhóm sinh vật có nhân thật Spirulina thuộc vi khuẩn lam là nhóm sinh vật có nhân

sơ hay nhân nguyên thủy Trong cách phân loại mới hiện nay tảo Spirulina được xếp vào ngành vi khuẩn, trên các ngành tảo khác, thay cho xếp chung vào ngành tảo như cũ (http://www cyanotech.com/ spirulina/ spirulina_specs.html)

Lý do của sự thay đổi hợp lý này là từ các nghiên cứu những năm 1970 – 1980 cho thấy các tảo lam có nhiều đặc điểm chung với vi khuẩn như: nhân chưa hoàn chỉnh (tiền nhân) và chưa có màng, không có ty thể và lục lạp… Tên mới dần thông dụng của Spirulina là vi khuẩn lục lam Spirulina Những nghiên cứu mới nhất lại cho biết chúng cũng không phải thuộc chi Spirulina

mà lại là thuộc chi Arthrospira Tên khoa học hiện nay của loài này là Arthrospira platensis nằm trong họ Osciliatoriaceae, nghĩa là chúng có khả

năng vận động tiến về phía trước hoặc phía sau Cử động này được thực hiện bởi các lông (fimbria) là các sợi có đường kính 5 – 7 nm, dài 1 – 2 micron nằm ở sườn bên cơ thể Các lông này hoạt động như tay chèo giúp cho vi khuẩn lam hoạt động

Do đặc điểm có thể di động được trong môi trường nước, Spirulina sp còn được gọi là Spirulina plankton Tên gọi mô tả này nhằm phân biệt với

động vật phiêu sinh, di động thực sự với cơ quan chuyên biệt như: tiêm mao của vi khuẩn, vây của cá

2.2.2 Hình thái cấu tạo của tảo Spirulina sp

Hình 2.3: Hình thái cấu tạo của tảo Spirulina sp

Spirulina sp là một dạng tảo đa bào Spirulina sp (Arthrospira) là loài

có khả năng vận động tiến về phía trước hoặc phía sau Sự vận động này được thực hiện bởi các lông ở sườn bên cơ thể Các sợi lông này có đường kính 5 –

7 nm và dài 1 – 2 µm nằm quanh cơ thể Các lông này hoạt động như tay chèo giúp vi khuẩn lam hoạt động (Fox, 1996)(trích bởi Triệu Thanh Tuấn, 2013)

Về cấu tạo thì Spirulina sp được cấu tạo từ một sợi đa bào, mỗi tế bào

của sợi có chiều rộng 5 µm, chiều dài 2 mm, nhưng ở cuối hai đầu sợi thường hẹp và mút lại Tảo không có không bào và lục lạp, chỉ chứa thylacoid phân bố đều trong tế bào Chúng cũng không có nhân điển hình, vùng nhân chứa ADN nhưng không có giới hạn rõ ràng

Hình dạng của Spirulina sp chỉ thấy rõ khi quan sát dưới kính hiển vi

Đó là những sợi tảo có màu xanh lục lam, cơ thể không phân nhánh, xoắn kiểu

lò xo với các vòng xoắn khá đều nhau (khoảng 5 – 7 vòng), đường kính xoắn khoảng 35 – 50µm, bước xoắn khoảng 60µm, chiều dài thay đổi có thể đạt

0,25mm Nhiều trường hợp tảo Spirulina sp có kích thước lớn hơn nhưng đây

được xem là dạng chuẩn nhất (Nguyễn Đức Lượng, 2002)

Tuy vậy, theo nghiên cứu của Lê Văn Lãng (2002) sau khi quan sát và

đối chiếu với các tài liệu ông cho rằng tùy chu kỳ sinh dưỡng phát triển, cường độ ánh sáng, nhiệt độ môi trường mà hình dạng có thể xoắn kiểu chữ C, S Các dạng này có chiều dài vòng xoắn rất thay đổi, ngay trong một dạng chiều dài mỗi sợi cũng khác nhau, ví dụ sợi uốn sóng có thể dài 5 – 7 nếp gấp, cũng có thể đến 27 nếp gấp

Hiện tượng biến dạng nói lên khả năng thích nghi với môi trường mà vi sinh vật cổ xưa này có được qua hàng triệu năm tiến hóa chọn lọc tự nhiên Dạng xoắn thường giữ được trong phòng nghiên cứu, khi sang môi trường nuôi đại trà nó thường biến thành dạng thẳng, tỷ lệ xoắn - thẳng khoảng 15 –

85

Theo Vonshak (1997) (trích bởi Triệu Thanh Tuấn, 2013), thì Spirulina

sp có khả năng tạo ra các không bào khí nhỏ (gas vesicle) có đường kính cỡ

70 nm và được cấu tạo bằng các sợi protein bện lại Không bào khí sẽ nạp đầy khi sợi Spirulina muốn nổi lên trên bề mặt để nhận ánh sáng cho quá trình quang hợp Đến cuối ngày là lúc tế bào tạo ra một lượng lớn carbohydrate, lúc

đó các tế bào sẽ tụ tập lại và tạo ra một áp suất thẩm thấu cao bên trong cơ thể, sau đó các không bào khí sẽ không thể duy trì áp suất thẩm thấu lâu bên trong

tế bào và chúng sẽ vỡ, giải phóng ra các khí làm cho sợi tảo chìm xuống đáy

và tại đây xảy ra quá trình chuyển hoá carbohydrrate thành protein

2.2.3 Thành phần dinh dưỡng

Hàm lượng protein trong Spirulina sp thuộc vào loại cao nhất trong

các thực phẩm hiện nay, cao hơn 3 lần thịt bò và gấp 2 lần trong đậu tương

Chỉ số hóa học (chemical score – C.S) của protein trong tảo cũng rất cao trong

đó các loại acid amin chủ yếu như leucin, isoleucin, valin, lysin, methionin và tryptophan đều có mặt với tỷ lệ vượt trội so với chuẩn của tổ chức lương nông quốc tế FAO quy định Hệ số tiêu hóa và hệ số sử dụng protein (net protein utilization – NPU) rất cao (80 – 85% protein của tảo được hấp thu sau 18 giờ) Đặc biệt, hàm lượng vitamin trong tảo cũng rất đa dạng, cứ 1 kg tảo

xoắn Spirulina sp chứa 2 mg vitamin B12 (cao gấp 2 lần trong gan bò); 55 mg

vitamin B1; 40 mg vitamin B2; 3 mg vitamin B6; 113 mg vitamin PP; 190 mg vitamin E; 4000 mg carotene (cao gấp 10 lần trong củ cà rốt) trong đó β-carotene khoảng 1700 mg; 0,5 mg axít folic; Inosite khoảng 500 – 1000 mg Hàm lượng khoáng chất Zn, K, Mg, Fe, Ca, Mn tương đối cao và có thể thay đổi theo điều kiện nuôi trồng

Phần lớn chất béo trong Spirulina sp là acid béo không no, trong đó

linoleic 13.784 mg/kg, γ-linoleic 11.980 mg/kg Đây là điều hiếm thấy trong các thực phẩm tự nhiên khác

Hàm lượng carbon hydrate khoảng 16,5%, hiện nay đã có những thông

tin dùng glucose chiết xuất từ tảo Spirulina sp để tiến hành những nghiên cứu

chống ung thư

Thành phần hoá học của Spirulina sp được thể hiện cụ thể qua các

bảng số liệu dưới đây:

Bảng 2.2: Thành phần hóa học của tảo Spirulina sp

Bảng 2.3: Thành phần vitamin của tảo Spirulina sp

1,6 1,7

11 0,5 3,5

1.150 8.280

528

544 4.200 1.663

22 14,4 0,4

Bảng 2.5: Thành phần acid amin của tảo Spirulina sp

STT Thành phần Trọng lượng ( /10 )

g g

m

Số lượng (% tổng chất khô)

Phenylalanine

Threonine Tryptophane

Valine Alanine Arginine Acid Aspartic

Cystine Acid Glutamic

Glycine Histidine Proline Serine Tyrosine

(Pirt, 1984)

2.2.4 Đặc điểm sinh sản, sinh trưởng và phát triển của tảo Spirulina sp

a) Đặc điểm sinh sản

Spirulina sp sinh sản như một tảo lam đa bào bằng cách gãy ra từng

khúc Khúc này được gọi là khúc tản Các dạng tảo sinh sản theo kiển này thường là chuỗi tế bào xếp nối nhau thành một sợi, thỉnh thoảng có những tế bào bất bình thường có kích thước lớn hơn Sợi tảo thường đứt ngang ở chổ có

tế bào dị hình trên, từ đó tạo thành những sợi tảo mới

Trong trường hợp gặp điều kiện không thuận lợi, Spirulina cũng có khả năng tạo bào tử giống như ở vi khuẩn Thường bào tử do những tế bào dinh dưỡng tạo ra Bào tử chứa nhiều chất dinh dưỡng ở dạng dự trữ và được bao

bọc bởi một lớp vỏ dày Khi gặp điều kiện thuận lợi chúng sẽ tạo ra một sợi tảo mới (Nguyễn Đức Lượng, 2002)

Theo Nguyễn Luân Dũng (1980) để ước lượng tăng trưởng của tảo ta có thể đo chiều dài, chiều cao, chiều rộng, diện tích, thể tích, trọng lượng tươi hay khô, số lượng tế bào, (trích dẫn bởi Lê Thị Phượng Hồng, 1996)

b) Đặc điểm sinh trưởng và phát triển

(Trích bởi Nguyễn Phan Nhân, 2009)

Hình 2.4: Chu kì phát triển của tảo Spirulina sp

Chu kỳ phát triển của tảo Spirulina sp được chia làm 5 giai đoạn

Giai đoạn 1: pha chậm

Pha chậm là khoảng thời gian đầu để tế bào tập làm quen với môi trường sống Giai đoạn này dài hay ngắn sẽ phụ thuộc vào các yếu tố tiền sử của tế bào như tuổi, thành phần môi trường, khả năng chịu đựng các yếu tố vật

lí, hóa học Chúng ta sẽ dễ dàng quan sát được pha lag khi đưa tế bào yếu vào môi trường nuôi cấy, ngược lại việc quan sát sẽ rất khó khăn thậm chí không quan sát được nếu ta chuyển tảo đang ở pha log tức là pha sinh trưởng cực đại vào cùng môi trường dưới những điều kiện nuôi cấy như nhau Trong pha chậm tế bào tăng kích thước và trọng lượng nhưng lại không phân chia tức là không tăng về số lượng

Giai đoạn 2: pha tăng

Trong pha log luôn luôn có thức ăn dư thừa xung quanh tế bào tảo Tế bào sinh sản mạnh và tăng về sinh khối Pha này biểu hiện bởi tốc độ sinh sản của tảo đạt cực đại Số lượng tế bào tăng theo số mũ trong pha log Tốc độ tăng trưởng mũ phụ thuộc vào loại tảo và điều kiện sinh trưởng (nhiệt độ,

Thời gian

Sinh khối

1

2

3

4

thành phần môi trường Tốc độ trao đổi chất và sinh trưởng chỉ bị giới hạn do khả năng sử dụng cơ chất của tảo

Giai đoạn 3: pha ổn định

Đây là giai đoạn cân bằng hay ổn định Trong pha này quần thể tảo ở trạng thái cân bằng động, nghĩa là tổng số tế bào sinh ra bằng tổng số tế bào chết đi Các chất dinh dưỡng trong môi trường giảm đi một cách rõ rệt, đồng thời các chất tạo ra do quá trình trao đổi chất được tích lũy trong môi trường rất lớn

Nếu nuôi cấy thì sinh khối chung trong pha này là cao nhất Vì thế, chỉ thu sinh khối ở giữa pha ổn định

Giai đoạn 4: pha chết

Ở giai đoạn này chất dinh dưỡng trong môi trường giảm và dần chết hết, sinh vật không đủ chất dinh dưỡng để duy trì quá trình trao đổi chất; đồng thời sản phẩm trao đổi chất trong môi trường quá nhiều gây ức chế quá trình trao đổi chất của tế bào; ngoài ra tảo cũng đã dến giai đoan già Một trong ba hoặc cả ba lý do trên làm mất cân bằng giữa tế bào sinh ra và chết đi, số tế bào chết sẽ tăng nhanh hơn Biểu hiện của giai đoạn này số lượng tảo giảm mạnh

Mỗi loài tảo cần nuôi ở một nhiệt độ thích hợp, ngoài ngưỡng nhiệt độ này tảo không phát triển hoặc sẽ bị chết Nhiệt độ thịch hợp cho sự phát triển của tảo là 15 – 30oC, nhiệt độ thấp hơn 16oC sẽ sinh trưởng chậm, còn nhiệt độ cao hơn 35oC thường gây chết một số loài tảo nhưng còn tùy theo loài Vì nhiều trường hợp ngoại lệ, một số giống tảo có khả năng sống được ở nơi tuyết phủ dưới 0oC hay suối nước nóng 78oC (Lam Mỹ Lan, 2000)

Spirulina có khả năng phát triển ở nhiệt độ khá cao trong khoảng 32 –

40oC Nhiệt độ tốt nhất của chúng thường là ở 35oC (Zarrouk, 1966) Ở nhiệt

độ thấp hơn 25oC tảo phát triển chậm còn ở nhiệt độ trên 40oC tảo nhanh chóng chết sau 6 ngày Nhiệt độ tối thiểu để chúng tồn tại là 18oC (Orio Cifferi, 1985)

b) pH

Nồng độ ion H+ là đại lượng đặc trưng cho tính acid hay tính kiềm của một dung dịch Công thức đại diện như sau: pH = – log [H+] có giá trị biến thiên trong khoảng từ 0 – 14 và có khả năng thay đổi bởi những nguyên nhân khác nhau

pH của nước có thể bị giảm do quá trình phân hủy hữu cơ, hô hấp của thủy sinh vật; quá trình này giải phóng ra nhiều CO2, CO2 phản ứng với nước tạo H+ và bicarbonate làm giảm pH của nước Các phản ứng như sau:

và sinh ra nhiều carbonate làm pH của nước tăng theo các phương trình sau: HCO3- CO2 + CO32- + H2O

c) Ánh sáng

Ánh sáng là một trong những yếu tố quan trọng nhất ảnh hưởng đến sự phát triển của tảo Tảo ít bị chi phối bởi chu kỳ sáng tối Spirulina đạt giá trị sinh khối cao nhất khi bị chiếu sáng liên tục (Che Kivit, 1977) Cường độ ánh sáng thích hợp nhất cho Spirulina nằm trong khoảng 25.000 – 30.000 lux (Đoàn Tiến Cư, 1993)

d) Nguồn dinh dưỡng

- Nguồn cacbon: chủ yếu là CO2 và NaHCO3 Môi trường có NaHCO3

thuận lợi cho tảo phát triển hơn Na2CO3 Trong quá trình nuôi cấy, khi thổi

CO2 phải kết hợp đồng thời với việc cung cấp muối bicarbonate tạo ra pH thích hợp cho tảo phát triển Vì nếu chỉ thổi CO2 mà môi trường không có muối carbonate nào khác thì pH sẽ giảm, khi đó tảo sẽ chết rất nhanh Như vậy nguồn Carbon chủ yếu là NaHCO3, còn CO2chỉ là nguồn bổ sung phụ

Phản ứng quang tổng hợp hydratcarbon (đường) và một số chất khác:

Nguồn cacbon để nuôi dưỡng Spirulina ở khoảng 1,2 – 16,8 g NaHCO3

- Nguồn đạm: Trong quá trình phát triển của tảo Spirulina, nitơ đóng vai trò rất quan trọng, nó là nguyên liệu quan trọng để sinh tổng hợp protein Nếu thiếu nitơ, sinh khối tảo sẽ giảm đi rất nhanh Các muối nitrate là nguồn nitơ thích hợp cho tảo phát triển Ngoài ra, urea cũng là nguồn cung cấp nitơ thông dụng và được sử dụng nhiều hơn cả muối nitrate

Spirulina có khả năng cố định nitơ, đồng hóa nitơ theo phản ứng khử nhờ enzyme nitrogenase xúc tác khi có ATP Kết quả nitơ được tổng hợp thành protein của chúng

Chúng không có khả năng sử dụng nitơ trong không khí mà sử dụng dưới các dạng: nitrate (NO3-), NH3 (thường có trong nước thải Biogas), (NH4)2SO4, (NH4)2HPO4 (có trong phân bón nông nghiệp), (NH2)2CO Tuy nhiên khi sử dụng nguồn nitơ không từ nitrate phải kiểm soát nồng độ vì có thể ảnh hưởng đến sự phát triển sinh khối của tảo, thậm chí có thể gây chết

tảo (nguồn: http://www.aquanetviet.org)

- Nguồn lân: lân cũng là yếu tố không thể thiếu trong nhu cầu của tảo Tảo yêu cầu về lân với hàm lượng rất thấp hơn so với đạm, nhưng lân vẫn là yếu tố bắt buộc và cần thiết (Trần Văn Vỹ, 1995) Tảo sử dụng lân chủ yếu ở dạng phosphate để tổng hợp ATP, acid nucleic, các hợp chất cấu tạo khác

- Dinh dưỡng khác: Fe xúc tác cho quá trình tạo diệp lục, song đó là vai trò của nguyên tố vi lượng Fe cần cho phát triển của tảo nhưng ở hàm lượng thấp chỉ vài mg/L, khi hàm lượng quá cao muối Fe có thể gây độc cho thuỷ sinh vật (Đặng Ngọc Thanh, 1974), với Spirulina Fe thích hợp là 0,56 – 50 mg/L Ngoài ra, nhu cầu về các chất dinh dưỡng khác như Kali 5 g/L; Natri 5 g/L

e) Chế độ thổi khí

HCO3- + 2H2O (CH2O) + O2 + H2O +OH

-

Chế độ thổi khí CO2 với liều lượng 2% liên tục dưới một chế độ ánh sáng mạnh và có mặt của HCO3- sẽ là điều kiện tối ưu cho tảo phát triển

2.2.6 Điều kiện môi trường nuôi trồng tảo Spirulina sp

- Spirulina sp là loài quang dưỡng bắt buộc Do đó, chúng không thể

sống hoàn toàn không có ánh sáng Do đó phải đảm bảo các chỉ tiêu ánh sáng, nhiệt độ, pH, điều kiện khuấy trộn,…đảm bảo cho tảo phát triển tốt nhất Môi

trường dinh dưỡng của Spirulina sp gồm các dưỡng chất: carbon, nitơ, các

chất khoáng đa lượng và vi lượng

- Spirulina sp cần môi trường nuôi kiềm tính (muối natri carbonat và

pH cao)

- Nhiệt độ nước dao động từ 25 – 40oC, nhiệt độ tối thích là 35oC

- Cần ánh sáng để tiến hành quá trình quang hợp tạo ra sinh khối

- Các chất dinh dưỡng cần được cung cấp là phosphor, nitơ và sắt cùng với các chất khoáng khác, các chất này được cung cấp thông qua muối biển

- Phải bổ sung nguồn carbon vì 47% trọng lượng khô của Spirulina sp

là hợp chất carbonhydrate

- Bể nuôi cấy Spirulina sp phải được khuấy trộn liên tục trong suốt

ngày (vào lúc có ánh sáng) vì các lý do sau đây:

- Để đảm bảo rằng dinh dưỡng trong môi trường nuôi cấy được cung cấp thường xuyên và đầy đủ cho tảo

- Để di chuyển các sợi tảo từ dưới lên trên giúp cho chúng tiếp xúc được với ánh sáng mặt trời và tiến hành quang hợp

+ Cũng để di chuyển các sợi tảo nằm bên dưới cột nước vì tại đó không gây ra quang phân giải sắc tố của sợi tảo

+ Để tảo không bện thành đám dày đặc vì như vậy chúng không tiếp xúc được với ánh sáng và dinh dưỡng dẫn đến tiêu hóa một lượng lớn chất đường đã tích lũy, từ đó chúng sẽ chết Đây lại là nguyên nhân khiến cho vi khuẩn phát triển trong môi trường nuôi (Vũ Thành Lâm, 2006)

- Các chất khoáng cần cung cấp cho môi trường nuôi tảo

+ Phosphor vô cơ dưới dạng muối natriphosphat và kaliphosphat hòa tan khoảng 90 – 180 mg/L

+ K+ và Na+ dưới dạng muối cloride hoặc vài dạng kết hợp với nguồn

N, P

+ Mg2+: đóng vai trò tương tự như P, trong tổng hợp các hạt polyphosphat

+ Ca2+: không ảnh hưởng rõ đến sinh trưởng của tảo

+ Sắt: là những dưỡng chất thiết yếu, ảnh hưởng trực tiếp đến sinh trưởng và hàm lượng của protein Sắt thường dùng ở dạng muối FeSO4

(0,01g/L) Có thể dùng sắt dạng phức EDTA (Etylen diamin Tetracetic acid), phức này hòa tan bền hơn trong kiềm so với dạng vô cơ Nồng độ Fe2+ trong môi trường rất rộng từ 0,56 – 56 mg/L môi trường

+ Cl-: tảo Spirulina sp rất ưa Clor vô cơ, nồng độ dùng với muối NaCl

khoảng 1 – 1.5 g/L

+ Các khoáng vi lượng khác: Bo(B3+), kẽm (Zn2+), Mangan (Mn2+), đồng (Cu2+), Coban (Co2+) là các vi lượng được dùng, nhưng ảnh hưởng không rõ đến sinh khối protein, nhưng lại có ảnh hưởng tới một số thành phần khác như vitamin Spirulina có thể bị tác động bởi các kích thích tố (hormon), giúp tảo tăng trưởng nhanh hơn như indol axeticacid (AIA), gibberelic acid (GA3) Một số công trình nghiên cứu chứng tỏ Spirulina có sản sinh các hormon tăng trưởng hoạt tính kiểu auxin, gibberelin và cytokinin Các hormon nội sinh này kích thích nâng cao sinh khối còn tăng tốc độ sinh sản số sợi tảo

2.2.7 Công nghệ nuôi trồng tảo Spirulina sp trên thế giới

Trên thế giới có 2 công nghệ chính để nuôi tảo Spirulina sp

- Công nghệ nuôi theo hệ thống hở - Opened ecosytem (O.E.S): Spirulina sống trong môi trường dinh dưỡng chứa trong bình, chậu, bể được khuấy trộn theo kiểu tịnh tuyến 2 chiều và tảo hấp thu ánh sáng mặt trời để phát triển Kiểu nuôi này phụ thuộc vào thời tiết

- Công nghệ nuôi theo hệ thống kín - Closed ecosytem (C.E.S): Spirulina được nuôi trong các bể lên men vi sinh khối (Bioreactor) được khuấy trộn theo 3 chiều, tảo hấp thu ánh sáng nhân tạo hay tự nhiên Nhiều kiểu C.E.S được thiết kế như thùng lên men cổ điển hoặc kiểu ống xoắn ốc

Bảng 2.6: So sánh hệ thống nuôi tảo Spirulina sp.(hệ thống hở và kín)

- Chi phí đầu tư thấp hơn hệ thống kín

nên phổ biến ở nhiều nơi trên thế giới

- Diện tích nuôi trồng lớn, chỉ nuôi

được tảo trong không gian 2 chiều

- Nuôi trong bể dinh dưỡng không phải

bể lên men vi sinh khối (bioreactor)

- Tảo quang hợp chỉ dựa vào nguồn ánh

sáng mặt trời

- Hệ thống chịu nhiều tác động bởi thời

tiết khí hậu, do đó việc quản lý các yếu tố

vật lý, hóa học thụ động

- Ít trang thiết bị hiện đại hơn Thông số

không được ấn định tự động

- Cho năng suất thấp hơn hệ thống kín

- Chi phí đầu tư cao nên ít phổ biến

- Diện tích nuôi nhỏ, có thể nuôi được tảo trong không gian 3 chiều

- Nuôi trong bể lên men vi sinh khối, vận động bằng máy khuấy trộn theo 3 chiều

- Tảo quang hợp dựa vào nguồn ánh sáng nhân tạo và tự nhiên

- Hệ thống không chịu tác động bởi thời tiết Việc quản lý các yếu tố vật lý chủ động

- Nhiều trang thiết bị hiện đại giúp quản lý chủ động tất cả các yếu tố vật

lý (ánh sáng, nhiệt độ…), hóa học (hóa chất dùng nuôi trồng tảo), sinh học (kiểm soát diệt những sinh vật gây hại cho Spirulina) Tất cả các thông số (nhiệt độ, ánh sáng, pH…) đều được

ấn định tự động

- Cho năng suất cao

2.2.8 Khả năng sử dụng tảo Spirulina sp

a Nuôi tảo Spirulina sp thu sinh khối

Ý nghĩa bảo vệ sức khỏe của tảo Spirulina sp là ở chỗ: sau khi dùng,

tất cả các loại dinh dưỡng mà cơ thể cần đều được bổ sung cùng một lúc, có lợi cho việc trao đổi chất, đồng hóa tổ chức, tăng cường sức đề kháng; từ đó đạt được mục đích phòng chống bệnh tật và thúc đẩy phục hồi sức khỏe

Spirulina sp được xem là sản phẩm chống suy dinh dưỡng rất tốt cho

trẻ em, người già và một số đối tượng khác như người bệnh sau phẫu thuật,

thiểu năng dinh dưỡng Tảo Spirulina sp có chứa phong phú các acid amin

cần thiết như lysin, threonin rất quan trọng cho trẻ, đặc biệt là trẻ thiếu sữa

mẹ Hàm lượng khoáng chất và các nguyên tố vi lượng phong phú có thể phòng tránh bệnh thiếu máu do thiếu dinh dưỡng một cách hiệu quả, và cũng

là nguồn bổ sung dinh dưỡng rất tốt cho trẻ lười ăn Trong tảo Spirulina sp có

chứa nhiều loại chất chống lão hóa như β-caroten, vitamin E, acid γ-linoleic Những chất này có khả năng loại bỏ các gốc tự do thông qua tác dụng chống

oxy hóa, làm chậm sự lão hóa của tế bào; đồng thời sắt, calci có nhiều trong tảo vừa dễ hấp thụ vừa có tác dụng phòng và hỗ trợ điều trị các bệnh thường gặp ở người già như thiếu máu, xốp xương

Các nhà nghiên cứu đã chứng minh tảo Spirulina sp đạt dinh dưỡng

chuẩn có khả năng chống ung thư, làm tăng sức đề kháng với nghịch cảnh và tăng sức dẻo dai trong vận động Có thể dùng tảo Spirulina hỗ trợ trong điều trị bệnh viêm gan, suy gan, bệnh nhân bị cholesterol máu cao và viêm da lan tỏa, bệnh tiểu đường, loét dạ dày tá tràng và suy yếu hoặc viêm tụy, bệnh đục thủy tinh thể và suy giảm thị lực, bệnh rụng tóc Với liều dùng vừa phải, Spirulina làm cân bằng dinh dưỡng, tổng hợp các chất nội sinh, tăng hormon

và điều hòa sinh lý

Ngoài ra, tảo Spirulina sp có những tác dụng đã và đang được các nhà

khoa học nghiên cứu như tác dụng kích thích tế bào tủy xương, hồi phục chức năng tạo máu, chức năng giảm mỡ máu, giảm huyết áp, dưỡng da, làm đẹp

Đặc biệt, tảo tiêu diệt được Candida albicans – một loại nấm thường ký sinh trong đường ruột của nạn nhân AIDS Hiện nay Spirulina sp còn được nghiên

cứu invitro, để ngăn chặn sự tấn công của virut HIV

b Nuôi tảo Spirulina sp để xử lý nước thải

Không chỉ được biết đến như một nguồn thực phẩm chức năng trên thế

giới, khả năng xử lý môi trường của tảo lam Spirulina sp đã được nghiên cứu tại nhiều nước Năm 2000, tại Malaysia, Spirulina sp được ứng dụng trong xử

lý nước thải từ nhà máy sản xuất dầu cọ Năm 2003, tại Thái Lan, khả năng làm sạch nước thải ao nuôi tôm của Spirulina cũng đã được chứng minh Tại

Nhật Bản, cùng với chủng vi khuẩn tía Rhodobacter sphaeroides và một chủng Chlorella sorokiniana, tảo lam Spirulina sp cũng được nghiên cứu để

ứng dụng trong xử lý nước thải giàu hàm lượng hữu cơ Hiện nay, việc áp dụng kỹ thuật ADN tái tổ hợp và công nghệ gen để chuyển gen vào tảo Spirulina đang được tiến hành ở Nhật Bản nhằm tạo ra những chủng giống tảo có đặc tính mong muốn là một hướng đầy triển vọng trong việc sử dụng tảo này trong xử lý một số loại nước thải Các nhà khoa học tại Mehico đã

nghiên cứu sử dụng Spirulina sp để loại bỏ NH4+ và PO43- trong nước thải

chăn nuôi lợn có hiệu quả Năm 2010, Spirulina sp cũng được các nhà khoa

học Tây Ban Nha chứng minh có khả năng xử lý nước thải ô nhiễm nitơ và phospho một cách có hiệu quả Ngoài ra, cũng có nhiều công trình nghiên cứu

về khả năng sử dụng tảo lam Spirulina sp loại bỏ một số kim loại nặng trong nước thải Năm 2006, công trình nghiên cứu tại Trường Đại học Goana, Italia

về khả năng của tảo lam Spirulina sp trong việc loại bỏ đồng trong nước thải

cũng đã được công bố Năm 2007, Trường Đại học Iowa, Mỹ cũng đã công bố

khả năng hấp thụ thủy ngân của chủng Spirulina platensis cũng đã được

chứng minh có hiệu suất hấp thụ cadimi trong nước rất tốt

2.2.9 Ứng dụng của tảo Spirulina sp

Hiện nay, Spirulina đã được nghiên cứu sản xuất và được ứng dụng trong nhiều lĩnh vực khác nhau như: sản xuất dược phẩm, thực phẩm và mỹ phẩm ở nhiều nước trên thế giới

Trong lĩnh vực dược phẩm, nghiên cứu: sản phẩm từ tảo Spirulina sp

được xem là siêu thực phẩm để tăng cường sinh lực và làm săn chắc cơ bắp cho các vận động viên thể thao Đây còn là thực phẩm để phòng trị suy dinh

dưỡng nhất là ở trẻ em, không những thế tảo Spirulina sp còn mở ra triển

vọng xoá đói giảm nghèo cho những nước kém và đang phát triển; thức ăn cho phi công vũ trụ (Nasa, EuroSpace Authority ESA) hay làm thực phẩm ăn kiêng cho người có cholesterol cao, đái tháo đường, viêm gan, nhiễm HIV,… Trong lĩnh vực thực phẩm: như mì sợi vi tảo, bánh mì vi tảo, đồ uống vi tảo (bia vi tảo, trà xanh vi tảo…) hay kẹo vi tảo,…

Trong lĩnh vực mỹ phẩm: Các thành phần chiết xuất từ tảo Spirulina sp

như protein, polysaccharide, vitamin và khoáng được dùng để sản xuất các mỹ phẩm làm đẹp cho phụ nữ như: mỹ phẩm săn sóc bảo vệ da đầu, bảo vệ tóc, bảo vệ da, cách điều trị nám da, làm lành sẹo mau chóng, chống mụn nhọt và làm trắng da

Ngoài cho người, tảo Spirulina sp còn dùng trong chăn nuôi tôm cá

giống, cá cảnh, bò sữa, gà và xử lý ô nhiễm môi trường (Lê Thành Vinh, 2000)

2.3 Biến động môi trường nước trong ao nuôi thâm canh cá tra

Hàm lượng chất dinh dưỡng và vật chất hữu cơ lơ lững trong nước ao nuôi cá tra thâm canh tăng, kéo theo lượng tiêu hao sinh học và ô nhiễm môi trường tăng (Muir, 1992) Theo Veerina (1989), hàm lượng chất dinh dưỡng trong nước thải từ ao nuôi cá thâm canh rất cao và hơn 64% đạm tổng và 77% lân tổng từ thức ăn thất thoát ra môi trường nước (Udomkam, 1989) (trích bởi

Y Yi et al)

Việc nuôi cá da trơn thâm canh trong bè hoặc ao sử dụng hoàn toàn thức ăn chế biến (Nguyễn Thanh Phương, 1998), và sản phẩm thải đi trực tiếp vào nước sông, kênh, rạch Kết quả là các chất dinh dưỡng, vật chất hữu cơ

đã làm giảm chất lượng môi trường nước phía hạ lưu của bè nuôi cũng như xung quanh vùng ao nuôi

Môi trường nước của các ao cá có hàm lượng BOD và phần trăm hàm lượng hữu cơ lơ lững cao Các muối dinh dưỡng hoà tan như NO3-, PO43- đạt

giá trị cao từ tháng nuôi thứ 4 cho đến khi thu hoạch Hàm lượng COD trong

các ao có khuynh hướng tăng dần theo thời gian, khi lượng chất thải của cá và thức ăn dư thừa tích tụ ngày càng nhiều trong ao Biến động của COD trong ao

dao động từ 6.4 – 15.5 ppm trong các tháng của vụ nuôi Lê Như Xuân và ctv

(1994), Cho rằng COD thích hợp cho các ao nuôi cá từ 15 - 30 ppm, giới hạn

cho phép là 15 - 40 ppm Kết quả phân tích của Huỳnh Trường Giang và ctv

(2008), ở An Giang thì hàm lượng BOD trong các ao nuôi cá tra dao động rất lớn từ 1.9 - 23 ppm, DO dao động từ 0.44 – 15.9 ppm Theo kết quả nghiên cứu của Dương Thúy Yên (2003) thì DO thích hợp cho nuôi cá tra ao là trên 2 ppm

Trương Quốc Phú và Yang Yi (2003), đã công bố rằng phần trăm vật chất hữu cơ lơ lững (OSS) chứa trong tổng vật chất lơ lững (TSS) biến động từ 36.6% đến 48.9% cho thấy các phần tử hữu cơ có nguồn gốc từ thức ăn đã làm tổng vật chất hữu cơ lơ lững tăng lên Kết quả khảo sát của tác giả cũng cho thấy trên sông Hậu vào các tháng từ 4 - 6 thường xuyên có TSS cao hơn 200 ppm Kết quả nghiên cứu của Lê Bảo Ngọc (2004), cho thấy hàm lượng OSS trong ao nuôi cá tra rất cao và luôn ở mức lớn hơn 100 ppm nhưng cá vẫn sinh

trưởng tốt Dương Nhựt Long và ctv (2003), trong ao nuôi cá tra thâm canh

DO dao động ngày đêm lớn từ 1.12 – 7.87 ppm, tỷ lệ sống của cá tra dao động

89 - 95% Khi nuôi cá ở mật độ cao ao nuôi thường xảy ra thiếu oxy cục bộ do

sự gia tăng của hàm lượng CO2 trong nước, pH giảm, NO2 tăng và sự biến động của một số yếu tố môi trường khác

Trong nước mặt tự nhiên hàm lượng lân hoà tan tồn tại từ 0.005 – 0.02 ppm, riêng đối với nuôi thuỷ sản, để quản lý tảo trong ao tốt thì lượng lân hoà tan phải dao động trong khoảng 0.005 – 0.2 ppm (Boyd, 1998) Lân hoà tan không gây ảnh hưởng trực tiếp cá nuôi nhưng khi ở hàm lượng cao, dễ gây ra hiện tượng nở hoa của tảo Chất dinh dưỡng gây ô nhiễm chủ yếu ở môi trường nuôi cá nước ngọt là phosphor, lượng P2O5 thải ra môi trường trong nuôi cá bè là 16 kg/tấn thức ăn viên Theo Trương Quốc Phú và Yang Yi (2003), trong môi trường sự biến động pH ngày đêm phụ thuộc vào mật độ phiêu sinh thực vật, tuy nhiên trong môi trường nước ao nuôi cá tra pH ít ảnh hưởng đến sự phát triển của cá do cá tra có thể sống trong môi trường có pH rất thấp (pH = 4) (Dương Thuý Yên, 2003)

Theo Lê Bảo Ngọc (2004), bình quân sản xuất 1 kg cá tra sẽ thải ra môi trường 23.2g Nitơ và 8.6g phosphor, khi cho cá ăn cá chỉ hấp thu được khoảng 17% năng lượng trong thức ăn, phần còn lại 83% sẽ thải ra và hòa lẫn trong

môi trường nước trở thành chất hữu cơ phân hủy Dinh dưỡng Nitơ, phosphor tích luỹ trong cá lần lượt là 65.4 – 16.8% và thải ra môi trường là 34.6% N và 83.2% P Theo Phạm Đình Đôn (2007), các nguồn chất thải trong nuôi trồng thuỷ sản ở khu vực đồng bằng sông Cửu Long hàng năm thải ra 450 triệu

m3 bùn thải, chất thải chưa được xử lý và riêng chất thải nuôi cá tra và cá basa trên 2 triệu tấn/năm

Theo Enell và Log (1983) (trích dẫn bởi Lê Bảo Ngọc, 2004) trong mô hình nuôi cá tra bè có khoảng 10 – 20 kg P và 75 - 95 kg N thải ra hàng năm

khi sản xuất 1 tấn cá Theo Lam Mỹ Lan và ctv (2004), nguồn dinh dưỡng đầu vào cho ao nuôi cá trê lai (Clarias macrocephalus x C gariepnus) từ thức ăn

chiếm 95% TN và 97% TP trong tổng số lượng đạm và lân tổng trong ao Phần lớn nguồn dinh dưỡng cấp cho ao được tích tụ ở bùn đáy (42.6% TN và 72.5% TP), chỉ có 14.5% tổng N và 10.1% tổng P của thức ăn tạo thành sản phẩm cá thu hoạch và thất thoát 35.5% tổng N và 10.4% tổng P

Theo Lê Bảo Ngọc (2004), việc nuôi cá tra thâm canh tại Cần Thơ có hàm lượng TN trong khoảng 2.86 mg/L khi không thay nước trong ao Do đó mức độ lắng đọng thức ăn thừa ở đáy ao cao làm cho TN cao, hàm lượng N-

NO3- nằm trong khoảng 5.14 – 6.54 mg/L và cao nhất ở thời điểm thu hoạch là 19.5 mg/L, hàm lượng PO43- dao động trong khoảng 0.42 – 0.52 mg/L Còn nước nuôi cá tra thâm canh ở An Giang vào mùa khô có hàm lượng PO43- dao động trong khoảng 0.004 – 1.97 mg/L, hàm lượng N-NO3- dao động trong khoảng 0.122 - 18 mg/L Vào mùa mưa hàm lượng PO43- dao động trong khoảng 0.003 – 2.28 mg/L, hàm lượng N-NO3- dao động trong khoảng 0.194 – 8.74 mg/L (Huỳnh Trường Giang và ctv, 2008)

2.3.1 Một số nguyên nhân gây ô nhiễm nguồn nước từ việc nuôi cá tra

- Theo Nguyễn Thị Thu Trang (2008), nguyên nhân gây ô nhiễm môi trường của nước thải cá tra là do:

+ Kỹ thuật nuôi cá truyền thống sử dụng nguồn thức ăn tự chế làm cho các vật chất trong ao nuôi ngày càng tăng

+ Lượng các hóa chất và kháng sinh sử dụng cho cá trong quá trình nuôi tăng

+ Chưa có ao xử lý chất thải trước khi thải ra môi trường chiếm tỷ lệ cao (98% tổng số hộ nuôi)

- Những người nuôi cá thường sử dụng các hóa chất vệ sinh cải tạo ao nuôi, các vật tư chuyên dụng như vôi bột, chế phẩm sinh hóa học và các loại

thuốc kháng sinh, chất kích thích tăng trưởng cá với số lượng nhiều và gây nguồn nước ngày càng trở nên ô nhiễm

- Do người nuôi cá không tính kỹ lượng ăn của cá nên dẫn đến dư thừa trong quá trình nuôi Đây là vấn đề thường thấy ở những người nuôi cá hiện

nay Bên cạnh đó, Châu Thi Đa và ctv (2008), cho rằng lượng chất thải từ thức

ăn dư thừa và sự chuyển hóa chất thải từ của hệ thống nuôi cá sử dụng thức ăn

tự chế và thức ăn tươi từ xác cá tra thì rất cao và cao gấp 9 - 10 lần so với hệ thống nuôi sử dụng thức ăn viên Qua đó cho thấy, sử dụng nguồn thức ăn tự chế trong nuôi cá tra sẽ tăng lượng chất hữu cơ trong đáy ao và nguồn nước trong ao nuôi ô nhiễm nhanh hơn

CHƯƠNG III PHƯƠNG TIỆN VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

3.1 Thời gian và địa điểm nghiên cứu

Đề tài sẽ được thực hiện từ tháng 08/2013 đến tháng 12/2013 Mẫu được phân tích tại phòng thí nghiệm Khoa Môi trường và Tài nguyên Thiên nhiên, Trường Đại học Cần Thơ

3.2 Phương tiện nghiên cứu

3.2.1 Vật liệu

- Máy sục khí, Máy bơm

- Máy đo pH, nhiệt kế

- Một số hóa chất phục vụ cho phân tích chỉ tiêu đạm, lân như:

+ NH4+: Sodium salicylate (Trung Quốc), Trisodium citrate (Trung Quốc), Sodium nitroprusside (MERCK), Sodium hydroxide (Trung Quốc), Sodium dichloroisocyanurate (MERCK)

+ NO3-: Acid H2SO4 đậm đặc, Natri salicylate, C4H4KNaO6.4H2O, NaOH 10N

+ NO2-: Acid Phosphoric (H3PO4) 85%, Sulfanilamine (C6H8N2O2S), N-(1-naphthyl)-ethylendiamine dihydrochloride (NED)

+ PO43-: Ammonium molybdate ((NH4)6C4H4O6.4H2O), Acid ascorbic,

H2SO4 5N, Potassium antinomyltartrate (K(SbO)C4H4O6.1/2H2O), chất chỉ thị Phenolphtalein

+ TP: Dung dịch Sulfuric acid (H2SO4) đậm đặc, Potassiumpersulfate (K2S2O8) rắn, NaOH 1N, chất chỉ thị màu Phenolphtalein

+ TN: Dung dich NaOH 40%, H3BO3 2%, hỗn hợp công phá mẫu

K2SO4:CuSO4:Se (trộn đều với tỉ lệ 100:10:5), dung dich H2SO4

3.2.3 Nguồn giống

Tảo Chlorella sp được nuôi cấy tại phòng thí nghiệm Khoa Môi trường

và Tài nguyên Thiên nhiên, trường Đại học Cần Thơ để bảo quản và nhân giống bằng phương pháp cấy truyền trong môi trường Walne Sau đó sẽ được nuôi kết hợp với cá tra trong bồn nhựa 500L

Nguồn tảo Spirulina sp từ khoa Thủy sản, trường Đại học Cần Thơ Sau đó, tiến hành nuôi thuần tảo Spirulina sp trong môi trường Zarrouk tại

phòng thí nghiệm Tài nguyên sinh vật - Bộ môn Khoa Học Môi trường

Cá tra dùng trong thí nghiệm được nuôi trong bồn nhựa compsite tại Khoa Môi trường và Tài nguyên Thiên nhiên, Đại học Cần Thơ, mỗi ngày thay nước và cho ăn 1 lần vào buổi sáng Thức ăn dạng viên loại BG625 của công ty thức ăn thủy sản Aquafeed Nguồn nước dùng trong thí nghiệm là nước máy được lọc và trữ trong bể một thời gian trước khi đưa vào bể thí nghiệm nhằm làm cho các chất tẩy như Clo thoát ra khỏi môi trường, tránh ảnh hưởng đến cá và tảo Cá được cho ăn với khối lượng thức ăn bằng 5% khối lượng cá

Bể thí nghiệm nuôi 50 con cá tra, cân khối lượng từng con trước khi đưa vào bể Cho ăn với khối lượng bằng 5% khối lượng cá trong bồn, cá được nuôi 3 ngày trước khi đưa tảo vào

3.3 Phương pháp nghiên cứu

3.3.1 Bố trí thí nghiệm

Gồm 3 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức được bố trí lặp lại 3 lần

Thể tích nước bố trí thí nghiệm là 400 lít Bồn nhựa với dung tích 500 lít được sử dụng để bố trí thí nghiệm Các nghiệm thức bố trí được cung cấp nguồn ánh sáng đèn huỳnh quang và được sục khí liên tục trong quá trình bố trí thí nghiệm Các nghiệm thức bố trí được tổng hợp trong bảng sau:

Khi bắt đầu thí nghiệm Mẫu sẽ được thu liên tục trong 15 ngày từ ngày

9 đến ngày 23/12, mỗi ngày 1 lần vào lúc 8 - 10 giờ sáng để xác định tính biến

động của các yếu tố đạm, lân và chu kỳ sinh trưởng của tảo Chlorella sp và tảo Spirulina sp

Các chỉ tiêu nhiệt độ, pH được đo 2 lần mỗi ngày lúc 8 - 10 giờ sáng và

14 – 16 giờ chiều trong suốt thời gian bố trí thí nghiệm

3.3.3 Phương pháp thu mẫu và bảo quản mẫu

Mẫu được thu vào chai nhựa 110mL với thể tích và cách bảo quản khác nhau:

+ Đối với các chỉ tiêu NO2-, NO3-, NH4+, PO43-: thu 100 mL (1 mẫu/ ngày), trữ lạnh 4oC

+ Đối với tổng N, tổng P: Thu 100 mL

+ Đối với mẫu xác định sinh khối tảo: Thu 100 mL (1 mẫu/ngày) + Bên cạnh việc thu mẫu sẽ đo các chỉ tiêu: nhiệt độ, pH của bể thí nghiệm 2 lần/ngày bằng máy đo và nhiệt kế

3.3.4 Phương pháp phân tích

Xác định mật độ tảo

- Đếm số lượng tảo Chlorella sp dưới kính hiển vi bằng buồng đếm

hồng cầu (Improved Neubauer)

- Đếm số lượng tảo Spirulina sp Dưới kính hiển vi bằng buồng đếm

Sedgwick-Rafter theo phương pháp của Boyd và Tucker (1992)

Xác định mật độ tảo theo công thức:

H: chiều cao cột nước của buồng đếm (0,1 mm)

Phương pháp xác định trọng lượng tươi:

- Lấy dịch tảo nuôi, đem lọc bằng giấy lọc sấy khô (giấy lọc đã sấy khô

và cân đến trọng lượng không đổi)

- Lọc qua giấy lọc và rửa bằng nước cất nhiều lần, cho đến khi nước rửa trong Chú ý cần lọc nhanh và tránh sự co cụm hay phá vỡ tế bào

- Cân ngay sau khi lọc

Xác định các yếu tố môi trường

+ Chỉ tiêu pH được đo bằng máy HANNA, nhiệt độ đo bằng máy HANNA

+ Các chỉ tiêu NO3-, NH4+, PO43- , NO2-, TN, TP phân tích tại phòng thí nghiệm theo các phương pháp:

*1000

* *

X Y

=