Nghiên cứu lưu giữ và nhân nhanh giống thuần cà chua DT28 bằng kỹ thuật nuôi cấy in vitro pptx

Đã có nhiều nghiên cứu về nuôi cấy mô cây cà chua, trong đó phải kể đến là các nghiên cứu tái sinh cây cà chua từ callus có nguồn gốc từ lá thật và lá mầm hoặc nuôi cấy lát mỏng Compton

NGHIÊN CỨU LƯU GIỮ VÀ NHÂN NHANH GIỐNG THUẦN

CÀ CHUA DT28 BẰNG KỸ THUẬT NUÔI CẤY IN VITRO

Trịnh Thị Thanh Hương1, Lê Thanh Nhuận1,

Lê Thị Liễu1, Nguyễn Ngọc Lan1, Đặng Trọng Lương1, Đinh Văn Luyện1

SUMMARY

Callus induction, micropropagation and in vitro conservation of tomato

Lycopersicon esculentum via cotyledon culture

Different growth regulators combinations were tested on the production of cotyledon callus in tomato cultivar DT28 Calli were induced on media supplemented with 1.0mgL-α-naphthaleneacetic acid (NAA), 0.5mgL-1 6-benzylaminopurine (BAP), or with 1.0mgL-1 2,4D plus 1.0mgL-1 NAA The medium containing 0.5mgL-1 BAP and 1.0mgL-1 NAA produced the highest calli frequency, and promoted plant regeneration by indirect organogenesis, when calli were transferred to 1mgL-1 BAP and 1mgL-1 Zeatin Plants regenerated reaches 3-4 cm in length were transferred to the rooted medium supplemented with 1mgL-1IBA,, after two weeks in culture, plants rooted with rate one handred percent In addition, the The effects of sorbitol and manitol

concentrations and low temperature on in vitro conservation of tomato have been examined

Sorbitol and manitol concentrations of 20 g 1-l and 20 g 1-l and temperatures of 20°C -23oC revealed slow growth for 12 months in 68% of tomato samples survived

Keywords: DT28 tomato variety, growth regulators, α-naphthaleneacetic acid (α-NAA),

6-benzylaminopurine (BAP), Kinetin, sorbitol, manitol, cotyledon

I ĐẶT VẤN ĐỀ

Cà chua (Lycopersicon esculentum) là

một trong những cây rau cao cấp chủ lực

được trồng ở hầu hết các nước trên thế giới

trong đó có Việt Nam Cà chua giàu

vitamin A, C và chất xơ, không chứa

cholesterol (Hobson và Davies, 1971)

Trung bình 148 g cà chua chỉ chứa 35

calories và trong 100 g quả khô chứa xấp xỉ

20 - 50 mg lycopene Lycopene là chất có

tác dụng chống oxi hoá bảo vệ con người

tránh được các gốc tự do làm phân huỷ các

tế bào của cơ thể, ngăn ngừa bệnh ung thư

Phương pháp nuôi cấy mô thực vật đã

phát triển rộng rãi kể từ những năm 1930,

khi các nhà khoa học sử dụng kỹ thuật này

để nuôi cấy các tế bào Gần đây việc nuôi

cấy mô được sử dụng cho nhiều mục đích

khác nhau như nhân nhanh cây giống thông qua giai đoạn tạo callus, nuôi cấy bao phấn

để tạo dòng thuần, nuôi cấy lục lạp

Công nghệ nuôi cấy mô tế bào thực vật

là công cụ hữu ích trong cải tiến cây trồng

Đã có nhiều nghiên cứu về nuôi cấy mô cây

cà chua, trong đó phải kể đến là các nghiên cứu tái sinh cây cà chua từ callus có nguồn gốc từ lá thật và lá mầm hoặc nuôi cấy lát mỏng (Compton và Veilleux, 1991; Vnuchkova, 1977a, b; Hamza và Chupeau,

1993) Sự tái sinh in vitro thông qua phát

sinh các cơ quan và phát sinh phôi vô tính

đã được sử dụng trong nhân nhanh các dòng, giống cà chua đồng nhất về mặt di truyền Sự tái sinh chồi từ rễ gần đây cũng

đã được nghiên cứu (Koornneeff và CS, 1993) Ngoài ra Faria và CS (1996) cũng đã 1

Viện Di truyền Nông nghiệp

thành công trong việc tạo chồi từ callus có

nguồn gốc từ trụ dưới lá mầm và nuôi cấy

tế bào trần (Morgan và Cocking, 1982)

Bảo quản, lưu giữ in vitro các nguồn gen

đã có những bước tiến đáng kể từ năm 1975,

CIP đã góp phần phát triển kỹ thuật nuôi cấy

mô để bảo quản in vitro tập đoàn khoai tây

(Roca, 1975), khoai lang (Siguenas, 1987) và

cây cà chua (Toledo và cộng sự, 1994) Bảo

quản in vitro là phương pháp hiệu quả và hữu

hiệu nhất để phân loại các vật liệu vô tính

Phương pháp này giúp các vật liệu trở nên

sẵn có, tránh được sự lây nhiễm các nguồn

bệnh chính và có khả năng loại trừ virus

thông qua nuôi cấy in vitro (Roca và cộng sự,

1979; George, 1993) Ngoài ra, phương pháp

bảo quản in vitro còn tiết kiệm hơn phương

pháp bảo quản lạnh sâu các loài sinh sản vô

tính sinh trưởng ngoài đồng ruộng

(Florkowski và Jarret,1990)

Việc nghiên cứu ứng dụng nuôi cấy

in vitro trong lưu giữ và nhân nhanh giống

cà chua đang là một vấn đề cần được quan

tâm nghiên cứu Vì vậy chúng tôi thực hiện

nghiên cứu tái sinh cây cà chua và bảo quản

in vitro, phục vụ cho công tác nhân giống

và giữ giống

II VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

1 Vật liệu

Vật liệu là giống cà chua DT28 do Trung tâm Thực nghiệm Sinh học nông nghiệp công nghệ cao, Viện Di truyền Nông nghiệp cung cấp

2 ội dung nghiên cứu

Nghiên cứu các điều kiện thích hợp cho

nuôi cấy mô in vitro cây cà chua Nghiên

cứu tạo callus, tái sinh cây và tạo rễ cây Từ

đó đưa ra quy trình tái sinh cây cà chua Cải tiến chế độ nuôi cấy để lưu giữ các mẫu giống cà chua nuôi cấy

3 Phương pháp nghiên cứu

3.1 Khử trùng mẫu

Sử dụng các hợp chất HgCl2 0,2% và NaClO 5% Hạt sau khi khử trùng được gieo vào môi trường (I): MS (Murashige and Skoog) + 8 g/l agar + 30 g/l đường Theo dõi sau 2-3 ngày nuôi cấy

3.2 Các công thức môi trường nuôi cấy

Ký hiệu công thức

3.3 Môi trường tạo callus từ lá mầm

cà chua

Cây con sau gieo hạt từ 7-10 ngày tuổi,

tách lá mầm và thân chuyển vào môi trường

tạo callus Môi trường MS có bổ sung các

thành phần: 8 g/l agar + 30 g/l đường và các

phytohormon 2,4-D, BAP, NAA Sau khoảng

2-3 tuần thì bắt đầu theo dõi và đánh giá kết

quả tạo callus của các môi trường khác nhau

3.4 Môi trường tái sinh cây cà chua

Những callus được tạo thành có màu

xanh và xốp là những callus có khả năng tái

sinh thành cây và sẽ được chuyển sang môi

trường tái sinh cây Môi trường tái sinh cây

là môi trường (I) và bổ sung một số

phytohormon như NAA, BAP và Zeatin

Đánh giá tỷ lệ tái sinh cây và chất lượng

cây tái sinh

3.5 Môi trường tạo rễ cà chua

Những cây tái sinh mà sinh trưởng và

phát triển tốt thì tiếp tục chuyển sang môi

trường tạo rễ Môi trường tạo rễ cây là môi

trường bổ sung các phytohormon như NAA, IBA Đánh giá ảnh hưởng của môi trường đến khả năng tạo rễ cây và khả năng sinh trưởng của cây

3.6 Phương pháp bảo quản, lưu giữ

cà chua in vitro

Bảo quản ngắn hạn dựa vào hàm lượng đường sorbitol và manitol, chế độ chiếu sáng

1000 lux và nhiệt độ nuôi cấy 20-230C III KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

1 ghiên cứu ảnh hưởng của thời gian

và các chất khử trùng đến khả năng nảy mầm của hạt cà chua

Hạt cà chua được khử trùng bằng HgCl2 0,2% và NaOCl 5% trong 3 khoảng thời gian khác nhau Sau khi hạt gieo được 3-5 ngày, chúng tôi tiến hành theo dõi và đánh giá hiệu quả của các chất khử trùng và ảnh hưởng của chúng đến khả năng nảy mầm của hạt Kết quả thể hiện ở bảng 1

Bảng 1 ghiên cứu ảnh hưởng của các chất khử trùng và thời gian xử lý

đến khả năng nảy mầm của hạt cà chua

Qua bảng 1 cho thấy: Khi khử trùng

bằng HgCl2 0,2% thì tỷ lệ cây sống tỷ lệ

nghịch với thời gian khử trùng, có nghĩa là

thời gian khử trùng tăng thì tỷ lệ cây sống

giảm Mặc dù tỷ lệ nhiễm không cao nhưng

hạt bị chết nhiều, khả năng nảy mầm kém

nên tỷ lệ sống không cao Ở nồng độ HgCl2

0,2%, tỷ lệ cây sống đạt cao nhất là 42% ở

thời gian khử trùng là 10 phút Trong khi đó

khử trùng bằng NaOCl 5% thì hiệu quả

ngược lại, tỷ lệ cây sống tăng theo chiều tăng thời gian khử trùng Ở nồng độ này tỷ

lệ cây sống đạt cao nhất là 85% với thời gian khử trùng là 25 phút Khi khử trùng bằng NaOCl 5%, hạt cà chua bị nhiễm khuNn và nấm nhiều, tuy nhiên tỷ lệ cây sống lại cao hơn khi khử trùng bằng HgCl2

0,2% Điều đó cho thấy khử trùng bằng

N aOCl 5% đạt hiệu quả cao hơn so với

HgCl

2 ghiên cứu ảnh hưởng của các chất

kích thích sinh trưởng đến khả năng tạo

callus từ lá mầm cà chua

Các mẫu lá mầm 7-10 ngày tuổi và các

đốt thân được cấy vào môi trường tạo

callus Ở thí nghiệm này, chúng tôi tiến

hành nghiên cứu ảnh hưởng của hai tổ hợp

BAP + N AA và 2,4D + N AA đến khả năng

tạo callus từ mẫu lá mầm và mẫu đốt thân

2.1 Ảnh hưởng của tổ hợp BAP và

;AA đến khả năng tạo callus cà chua

Các mẫu lá mầm và đốt thân được cấy vào môi trường có bổ sung BAP và N AA Sau hai tuần nuôi cấy, theo dõi và đánh giá khả năng tạo callus và sự phát sinh hình thái của mẫu nuôi cấy Kết quả được thể hiện ở bảng 2

Bảng 2 Ảnh hưởng của tổ hợp BAP và AA đến khả năng tạo callus cà chua

Công thức

môi

trường

Tỷ lệ tạo

callus (%)

Tỷ lệ tạo chồi (%)

Tỷ lệ mẫu chết (%)

Tỷ lệ tạo callus (%)

Tỷ lệ tạo chồi (%)

Tỷ lệ mẫu chết (%)

Theo kết quả của bảng 2, ta thấy khi

tăng nồng độ BAP từ 0,5 mg/ml đến 2

mg/ml thì tỷ lệ tạo callus giảm dần Đối với

mẫu lá, khi cấy vào môi trường tạo callus

thì mẫu chết nhiều, tỷ lệ tạo callus đạt cao

nhất là 50% (Môi trường MS bổ sung 0,5

mg/ml BAP và 1 mg/ml NAA Trong khi

đó, mô thân tạo callus đạt tỷ lệ cao hơn so với mô lá Cũng ở môi trường C1, mô thân đạt tỷ lệ tạo callus cao nhất là 75% Như vậy để tạo callus cà chua nên sử dụng lá mầm và cấy trong môi trường có bổ sung 0,5 mg/ml BAP và 1 mg/ml NAA

Ảnh 1A: Callus tạo thành trên môi trường có bổ sung BAP và NAA

Ảnh 1B: Callus tạo thành trên môi trường có bổ sung 2,4D và NAA

2.2 Ảnh hưởng của tổ hợp 2,4D và

;AA đến khả năng tạo callus cà chua

Tương tự như với tổ hợp BAP + NAA, ở

thí nghiệm này chúng tôi cũng tiến hành tạo

callus từ hai nguồn mẫu đó là mô lá và mô thân Nồng độ 2,4D được bổ sung vào môi trường theo dải gradient là từ 1-1,5-2 mg/ml, còn NAA giữ nguyên ở nồng độ 1 mg/l

Bảng 3 Ảnh hưởng của tổ hợp 2,4D và AA đến khả năng tạo callus cà chua

Công thức

môi trường

Tỷ lệ tạo callus (%)

Tỷ lệ tạo chồi (%)

Tỷ lệ mẫu chết (%)

Tỷ lệ tạo callus (%)

Tỷ lệ tạo chồi (%)

Tỷ lệ mẫu chết (%)

Kết quả thu được ở bảng 3 cho thấy: Tỷ

lệ tạo callus của mẫu cấy tỷ lệ thuận với

nồng độ 2,4D Có nghĩa là khi tăng nồng độ

2,4D thì các mẫu có xu hướng tạo callus

càng cao Ở môi trường có bổ sung 2 mg/ml

2,4D + 1 mg/l NAA, mẫu tạo callus đạt tỷ lệ

cao nhất là: 30% (đối với mô lá) và 56% (đối

với mô thân) Tuy nhiên, tỷ lệ tạo callus khi

bổ sung 2,4D + NAA lại không cao bằng

môi trường có bổ sung BAP + NAA Mặt

khác, các callus hình thành trên các môi

trường này không tơi xốp, trắng vàng như

trên môi trường có bổ sung BAP và NAA

Như vậy, môi trường tốt nhất để tạo callus

cà chua là môi trường có bổ sung 0,5 mg/l BAP + 1 mg/l NAA (môi trường C1)

3 Ảnh hưởng của các chất kích thích sinh trưởng đến khả năng tái sinh cây cà chua từ callus

Đối với thí nghiệm tái sinh cây cà chua, những callus đẹp, có màu xanh, có khả năng tái sinh tốt sẽ được chuyển sang môi trường tái sinh Môi trường tái sinh callus cà chua

có chứa thành phần cơ bản của MS và bổ sung một số phytohormon Sau 3 tuần chuyển sang môi trường thí nghiệm, bắt đầu theo dõi và đánh giá hiệu quả tái sinh callus

Bảng 4 Ảnh hưởng các chất kích thích sinh trưởng đến khả năng tái sinh cây cà chua

từ callus

Công thức

C8 68 Callus có màu xanh, bắt đầu xuất hiện chồi

C9 87 Callus có màu xanh, bắt đầu xuất hiện chồi

C10 11 Callus lúc đầu có màu xanh, sau phát triển to hơn, xốp hơn và có

màu xám C11 8 Callus lúc đầu có màu xanh, sau có màu xám

C12 12 Callus có màu xanh, phát triển to hơn, chuyển màu xanh nhạt

Qua kết quả bảng 4 thấy rằng mẫu

callus tái sinh tốt nhất trên môi trường có

bổ sung 1 mg/l Zeatin và 0,5 mg/l BAP, còn

trên các môi trường khác tỷ lệ tái sinh của

callus rất kém và mẫu thí nghiệm thậm chí

còn bị chết dần Những đánh giá của nghiên

cứu này trùng khớp với nhận xét của Koornneeff và CS (1993) Ngoài ra, chúng tôi còn nghiên cứu ảnh hưởng của tổ hợp Zeatin và BAP đến nhân nhanh chồi, kết quả này được nêu lên trong bảng 5

Ảnh 2 Sự phân hoá và phát sinh chồi trên môi trường tái sinh

Bảng 5 Ảnh hưởng của tổ hợp Zeatin và BAP đến nhân nhanh chồi sau 7 tuần nuôi cấy

CT

Chất ĐTST (mg/l môi

(lần)

Chiều cao chồi (cm)

Số lá/chồi

1 (Đ/C) 0 0 1 2,21 1,5 Chồi nhỏ, lá nhỏ, thân lá xanh nhạt C8 0,5 0,5 1,82 5,16 2,6 Thân nhỏ, lá nhỏ, thân lá xanh nhạt C9 1 0,5 4,93 3,84 4,3 Thân trung bình, lá nhỏ, xanh nhạt C10 1,5 0,5 4,29 4,09 3,7 Thân nhỏ, lá trung bình, xanh nhạt C11 2 0,5 3,46 4,44 3,0 Thân nhỏ, lá trung bình, xanh nhạt C12 2,5 0,5 2,59 4,97 2,1 Thân nhỏ, lá trung bình, xanh nhạt

Các số liệu ở bảng 5 cho thấy:

Ngoài công thức đối chứng có số chồi

không tăng, các công thức còn lại đều có số

chồi tăng lên rõ rệt, tuy nhiên mức độ tăng

có khác nhau Động thái đẻ chồi của công

thức C9 (1 mg/l Zeatin + 0,5 mg/l BAP)

luôn có sự vượt trội ngay từ những tuần đầu

Ở thời điểm 7 tuần sau nuôi cấy, số chồi ở

công thức này đã lên đến 141,3 chồi và đạt

hệ số nhân cao nhất (4,93 lần) Trong số các

công thức thí nghiệm có bổ sung Zeatin và

BAP thì công thức C12 (2,5 mg/l Zeatin +

0,5 mg/l BAP) có hệ số nhân chồi thấp nhất

(1,82 lần) Chất lượng chồi ở tất cả các công

thức còn lại nhìn chung không cao, thân chồi

từ nhỏ đến trung bình, kích thước lá cũng

nhỏ, số lá từ ít đến trung bình Tuy nhiên,

các chồi ở công thức C9 có biểu hiện sinh

trưởng tốt hơn 5 công thức còn lại Công

thức có chiều cao chồi trung bình cao nhất là

công thức C12 (5,16 cm), thấp nhất là công

thức C9 (3,84 cm) (không kể công thức đối

chứng) Số lá trung bình nhiều nhất ở công

thức C9 (4,3 lá/chồi), ít nhất ở công thức

C12 (2,1 lá/chồi) Mầu sắc thân lá chồi của các công thức đều kém, nhạt hơn nhiều so với giống Tóm lại, công thức C9 với hàm lượng chất điều tiết sinh trưởng là 1 mg/l Zeatin + 0,5 mg/l BAP là công thức nhân nhanh chồi tốt nhất trong số các công thức thí nghiệm, biểu hiện là hệ số nhân cao nhất

và chất lượng chồi cũng tốt nhất

4 Ảnh hưởng của AA và IBA đến khả năng tạo rễ cây cà chua

Thí nghiệm tạo rễ cây cà chua được thực hiện đối với các chồi tái sinh Môi trường thí nghiệm ra rễ cũng có chứa các thành phần

cơ bản của MS và bổ sung các phytohormon khác nhau Kết quả thu được ở bảng 6 cho thấy: môi trường có bổ sung IBA cho khả năng ra rễ tốt hơn NAA Các mẫu cấy trên môi trường bổ sung 1 mg/l IBA tỷ lệ ra rễ 100%, trong khi đó môi trường bổ sung 1mg/l và 2mg/ml NAA chỉ ra rễ cao nhất là 19% (đối với mẫu chồi ngọn, chồi tái sinh)

và 9% (đối với mẫu chồi thân)

Bảng 6 Ảnh hưởng AA và IBA đến khả năng ra rễ cây cà chua

Công thức

môi trường

Tỷ lệ

ra rễ (%)

Hình thái cây

Hình thái

rễ

Tỷ lệ

ra rễ (%)

Hình thái cây

Hình thái

rễ

C14 13 Không tạo chồi ngọn Có nhiều rễ, rễ ngắn 7 Tốt Nhiều rễ, rễ ngắn C15 17 Không tạo chồi ngọn Có nhiều rễ, rễ ngắn 9 Tốt Nhiều rễ, rễ ngắn C16 100 Có tạo chồi ngọn Nhiều rễ, rễ dài 100 Tốt Nhiều rễ, rễ dài C17 100 Có tạo chồi ngọn Nhiều rễ, rễ dài 100 Tốt Nhiều rễ, rễ dài

Qua kết quả bảng 6 thấy rằng, cà chua ra

rễ tốt trên môi trường có chứa IBA và thời

gian bắt đầu cảm ứng rễ nhanh hơn so với

môi trường chứa NAA Tuy nhiên những

chồi cho cảm ứng rễ trên môi trường có NAA có rất nhiều rễ, rễ ngắn nhưng khoẻ

Vì vậy môi trường tốt nhất để tạo ra cây cà chua là môi trường có bổ sung 1 mg/ml IBA

Ảnh 3 Cây cà chua trên môi trường ra rễ

5 ghiên cứu bảo quản, lưu giữ cà chua

in vitro ngắn hạn

Đây là những quy trình hoàn thiện để vi

nhân giống và bảo quản cây cà chua (Toledo

và cộng sự, 1994) Các mẫu giống đem vào

lưu giữ được xác định là các mẫu đã tái sinh

nhưng dưới dạng chồi Kỹ thuật bảo quản

in vitro ngắn hạn tập đoàn cà chua của nghiên

cứu này được trình bày sau đây Các mẫu bổ sung được bảo quản trong môi trường bổ sung 1,5% và 2% sorbitol và 2% manitol ở nhiệt độ 20-23oC và cường độ ánh sáng

1000 lux Phương pháp này giúp kéo dài thời gian bảo quản cà chua 6 tháng-12 tháng mà không cần cấy chuyển (bảng 7)

Bảng 7 Tỷ lệ mẫu sống sót sau 12 tháng lưu giữ in vitro

Số tháng 2% sorbitol và 2% manitol 1,5% sorbitol và 2% manitol 2% sorbitol

T¹p chÝ khoa häc vµ c«ng nghÖ n«ng nghiÖp ViÖt Nam

8

Cà chua là cây trồng nhiệt đới nên thường mất khả năng phát triển trong điều kiện nhiệt

độ thấp hơn điều kiện nhiệt độ cần thiết cho sự phát triển ngoài đồng ruộng Tuy nhiên cây

cà chua vẫn có khả năng sinh trưởng ở nhiệt độ thấp hơn một vài độ C với điều kiện nhiệt

độ thông thường Cây cà chua được trồng ở nhiệt độ dưới 15oC trong thời gian dài đã cho thấy những tác động bất lợi như sự phenol hoá hay sự chết hoại (Desamero, 1990) Nghiên cứu của các tác giả đã chỉ ra rằng nhiệt độ từ 16-18oC kéo dài thời gian bảo quản tối đa là 1 năm trong môi trường bổ sung sorbitol 2% Tuy nhiên các tác động bất lợi xuất hiện ở 25%

mẫu giống cà chua in vitro Nhiệt độ từ 18-21oC cũng đã được thí nghiệm Môi trường nuôi cấy chứa 2% sorbitol bảo quản ở nhiệt độ từ 23-25oC, cường độ chiếu sáng 3000 lux (Lizarraga và cộng sự, 1990) đã duy trì thành công tập đoàn cà chua trong vòng 6 tháng không cần cấy chuyển Mới đây, một môi trường mới chứa 2% sorbitol và 2% mannitol đã được kiểm tra sử dụng để lưu giữ giống cà chua DT28 Tỉ lệ sống của chúng là 90% sau 6 tháng bảo quản và số mẫu sống sót tối thiểu là 68% (bảng 7) Việc thống kê với vài trăm mẫu đưa vào của các giống khác cũng đang được tiến hành

IV KẾT LUẬN

Qua những kết quả nghiên cứu trình bày ở trên, chúng tôi rút ra những kết luận dưới đây:

1 Hiệu quả khử trùng tốt nhất là sử dụng NaOCl 5% trong thời gian 25 phút

2 Nguồn mẫu tốt nhất để tạo callus là lá mầm và môi trường cho khả năng tạo callus tốt nhất là C1 (có bổ sung 0,5 mg/ml BAP và 1 mg/ml NAA)

3 Môi trường tái sinh cây từ callus thích hợp nhất là C9 (bổ sung 0,5 mg/l BAP và 1 mg/l zeatin)

4 Môi trường ra rễ thích hợp nhất là bổ sung 1 mg/l IBA

5 Kỹ thuật lưu giữ cà chua in vitro được xác định là môi trường nuôi cấy bổ sung 2%

Sorbitol và 2% Manitol, chế độ chiếu sáng duy trì ở 1000 lux và nhiệt độ thích hợp

20-230C

TÀI LIỆU THAM KHẢO

1 PGS.TS Lê Duy Thành, 2001 Cơ sở di truyền chọn giống thực vật NXB Khoa học và

Kỹ thuật, 260 trang

2 guyễn Văn Thắng, Trần Khắc Thi, 2000 Sổ tay người trồng rau, NXB Nông nghiệp

3 Đỗ ăng Vịnh, 2005 Công nghệ thực vật tế bào ứng dụng, NXB Nông nghiệp, 252

trang

4 Bhatia B., Ashwath ., Senaratna T và Midmore D., 2004 “Tissue culture studies of

tomato”, Plant cell, tissue and organ culture, 78

5 Brasileiro A.C., Willadino L., Carvalheiro G và Guerra M., 1999 “Callus induction and plant regeneration of tomato via anther culture”, Ciência Rural, Santa Maria, 29

(4), p919-623

6 Jozef Gubis Z., Lajchová Z., Faragó J., Zureková Z., 2004 “Effect of growth regulators

on shoot induction and plant regeneration in tomato (Lycopersicon Esculentum Mill)”, Biologia, Bratislava, p 405-408

7 Jose´ M Seguı´-Simarro* and Fernando uez, 2007 “Embryogenesis induction, callogenesis, and plant regeneration by in vitro culture of tomato isolatedmicrospores and whole anthers”, Journal of Experimental Botany, P1-14

T¹p chÝ khoa häc vµ c«ng nghÖ n«ng nghiÖp ViÖt Nam

9

8 Rhaman M., Asaduzzaman M., ahar  và Bari M A., 2006 “Efficient plant regeneration from cotyledon and midrib dirived callus in eggplant (Solanum

melongena L.)”, Bio-sci, p31-38

gười phản biện: Trần Duy Quý